Manual practico de toma de muestra en caninos y felinos

UNIVERSIDAD VERACRUZANA
FACULTAD DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
“MANUAL PRÁCTICO DE TOMA Y MANEJO DE
MUESTRAS EN PERROS Y GATOS”
TRABAJO RECEPCIONAL EN LA MODALIDAD DE:
Trabajo Práctico Educativo
COMO REQUISITO PARCIAL PARA OBTENER EL TÍTULO DE
MÉDICO VETERINARIO ZOOTECNISTA
PRESENTA:
Erika Gordillo Cabrera
ASESOR:
MVZ. Nancy Pérez Cisneros
VERACRUZ, VER. JULIO 2010

DEDICATORIAS
A Dios
Por permitirme realizar esta meta, por darle salud a mis seres queridos y
principalmente por cuidar a mi Papá que está en el cielo apoyándome y dándome
sus bendiciones en todo momento.
A mi mamá Gloria M. Cabrera Zamudio
Por haberme apoyado desde el inicio de mi carrera, dándome sus bendiciones,
sus consejos, y por transmitirme su paz y tranquilidad en los momentos que más
necesitaba. Por desvelarse conmigo, en mis semanas de exámenes. Gracias
A mis hermanos Armando, Delia y Gloria
Por apoyarme desde siempre, por preocuparse siempre por mí, por darme sus
consejos.
A mis Tíos y primos
Por su apoyo a lo largo de mi carrera, y por sus consejos.
A mi novio Rogelio Calderón Olmos
Por darme su apoyo, amor y comprensión, durante mis trabajos, exámenes etc.
Por siempre decirme “si puedes”, por ayudarme a estudiar inmunología, por
cuidarme y valorarme.
ii

AGRADECIMIENTOS
A mi asesora Mvz. Nancy Pérez Cisneros:
Por ayudarme a realizar las técnicas de cada toma de muestra, por preocuparse
por mí trabajo, por haber aceptado ser mi asesora, por estar ahí con su cámara
cuando yo no traía la mía, por dejarme realizar las técnicas y poder aprender, por
su paciencia, apoyo y comprensión. Y sobre todo a su perro roco por su
disponibilidad en las técnicas.
A mis maestros que estuvieron a lo largo de mi carrera.
Al médico Canseco (Yopo) por apo yarme en la presentación del trabajo, por
aclarar mis dudas, por su apoyo, y sobre todo enorme paciencia.
A Mvz. Jacqueline Pantoja O. (Jackita) por dejarme tomar fotos a sus pacientes, y
por dejarme realizar las técnicas necesarias para este manual, también por
proporcionarme información sobre el tema.
Al Químico Francisco J. López Vázquez (Pakito), por dejarme entrar a su
laboratorio y tomar mis fotos. También por ayudarme a conseguir el material
adecuado para mis fotos.
A Mvz. Genaro Cocom P. (Kokis), y a René por ayudarme a tomar las fotos,
incluso por estar en ellas.
A Rogelio Calderón por apoyarme en todo momento.
iii

INDICE GENERAL
Introducción 1
Justificación 2
Objetivo general 3
Objetivos específicos 3
1. Recolección, manejo y envío de muestras para hematología en perros y gatos 4
1.1. Material 4
1.2. Técnica vena yugular 8
1.3. Toma de muestra vena cefálica 11
1.4. Manejo 12
1.5. Envío 12
2. Toma, conservación y envío de muestra de heces 14
2.1 Material 14
2.2 Técnica con asa rectal 15
2.3 Conservación 16
3. Toma de muestra de semen 17
3.1. Material 17
3.2. Técnica
17
3.3. Conservación
19
4. Toma, conservación y envío de muestras en piel 20
4.1. Raspados 20
4.1.1. Raspado superficial de piel 20
4.1.1.1. Material 20
4.1.1.2. Técnica 21
4.1.2. Raspados profundos de piel 23
4.1.2.1. Material
4.1.2.2. Técnica
23
23
5. Toma de muestra de cultivo para dermatofitos 26
iv

5.1. Material 26
5.2. Técnica
5.3. Conservación
5.4. Tricograma
5.4.1 Material
5.4.2 Técnica
6. Examen con lámpara de Word
6.1 Material
6.2 Técnica
7. Cultivo bacteriano
7.1 Material
7.2 Técnica
8. Técnicas de colección con hisopos de algodón
8.1 Material
8.2 Técnica
8.3 Envío
9. Técnica para muestras en cinta adhesiva
9.1 Material
9.2 Técnica
9.3 Tinción
10. Obtención de muestras para citología
10.1 Aspiración con aguja fina
10.1.1 Aspiración de nódulos
10.1.1.1 Material
10.1.1.2 Técnica
10.2 Aguja fina simple sin aspiración
10.2.1 Material
10.2.2 Técnica
10.3 Preparación de los frotis
10.3.1 Frotis en cruz
10.3.2 Frotis estándar
26
28
29
29
29
30
30
30
32
32
33
34
34
35
38
39
39
39
40
41
42
42
42
42
44
44
44
46
46
46
v

10.3.3 Frotis lineales
10.3.4 Impresiones
11. Biopsia de piel (técnica de sacabocados).
11.1 Preparación del sitio
11.2 Biopsia excisional o incisional vs. Biopsia de perforación
11.3 Material
11.4 Técnica
11.5 Envío
12. Obtención de muestras para biopsia
12.1 Técnica
12.2 Tipos de biopsia
12.3 Biopsias escisionales e incisionales
12.4 Biopsia con aguja y con trocar
12.4.1 Material
12.5 Manipulación de los tejidos y de las biopsias
12.5.1 Muestras líquidas
12.5.2 Muestras histológicas
12.5.3 Fijación de la muestra
13. Toma, conservación y envío de muestras de orina
13.1 Micción espontánea
13.1.1 Material
13.1.2 Técnica
13.2 Cistocentésis
13.2.1 Material
13.2.2 Técnica
13.3 Cateterización
13.3.1 Material
13.3.2 Técnica
13.4 Conservación
14. Obtención de muestras de cavidades corporales
14.1 Toracocentésis
47
48
50
51
51
52
52
55
56
56
60
61
61
62
63
63
64
66
67
67
67
67
69
69
69
71
72
72
74
76
76
vi

14.1.1 Material
14.1.2 Técnica
14.2 Abdominocentésis
14.2.1 Material
14.2.2 Técnica
14.2.3 Conservación
14.2.4 Envío
15. Bibliografías
76
76
79
79
79
81
82
84
vii

ÍNDICE DE FIGURAS Y CUADROS
FIGURAS
Figura 1. Agujas 4
Figura 2. Tubos 4
Figura 3. Sistema vacutainer 7
Figura 4. Vena yugular 8
Figura 5. Vena cefálica 8
Figura 6. Vena safena 8
Figura 7. Embrocado 9
Figura 8. Presión dedo pulgar 10
Figura 9. Punción con sistema vacutainer 10
Figura 10. Conservación y envío de la muestra 13
Figura 11. Material, recolección de heces 14
Figura 12. Lubricante 16
Figura 13. Toma de muestra 16
Figura 14. Portaobjetos 16
Figura 15.Cubreobjetos 16
Figura 16. Extremo de vagina artificial bovina, adherida a un tubo estéril. 17
Figura 17. Estimulación del pene 18
Figura 18. Paciente en posición para eyacular 18
Figura 19. Material, raspado de piel 21
Figura 20. Aceite para inmersión 22
Figura 21. Raspado superficial en gato 22
Figura 23. Cubreobjetos 23
Figura 24. Observación al microscopio 23
Figura 25. Presión de la piel 24
Figura 26. Raspado profundo. 24
Figura 27. Extendido de la muestra 25
viii

Figura 28. Cubreobjetos 25
Figura 29. Un cepillo dental estéril puede ser empleado para recolectar pelos . 27
Figura 30. La superficie del agar es tocada delicadamente con las cerdas del 27
cepillo.
Figura 31. Inoculando el medio cultural 27
Figura 34. muestra en portaobjetos 29
Figura 35. Lámpara de Wood 30
Figura 36. No se muestra fluorescencia en este paciente 31
Figura 37. Material para hisopados 34
Figura 38. Citología vaginal 36
Figura 39. Hisopado conjuntival 36
Figura 40. Hisopado en mucosa oral 36
Figura 41. Hisopado de oído 36
Figura 42. Hisopado en ano 37
Figura 43. Muestra de mucosa conjuntival 37
Figura 44. Muestra de heces 37
Figura 45. Muestra de citología vaginal 37
Figura 47. Aspirado 42
Figura 48. Liberación de presión 43
Figura 49. Aspirado para presión 43
Figura 51. Frotis en cruz 43
Figura 52. Rasurado 44
Figura 54. Punción de masa 45
Figura 55. Punción en varias direcciones 45
Figura 56. Expulsión del contenido 45
ix

Figura 57. Frotis en cruz 45
Figura 58. Frotis estándar 47
Figura 59. Frontis lineal 48
Figura 60. Se traza un cuadrado alrededor de la muestra para biopsia 53
Figura 61. El anestésico local se inyecta subcutáneamente 53
Figura 62. El instrumento de perforación se coloca verticalmente sobre la 54
superficie y se hace rotación en una sola dirección.
Figura 63. La muestra es quitada sujetando su base con una pinza y cortándola. 54
Figura 64. Si la muestra de la biopsia es delgada, ésta se coloca sobre un cartón o 55
abate.
Figura 65. Micción espontánea 68
Figura 66. Material para cistocentésis 69
Figura 67. Se introduce la aguja 71
Figura 68. Obtención de la muestra 71
Figura 69. Frasco estéril de boca ancha 71
Figura 70. Se retrae la piel y se introduce la sonda previamente lubricada 73
Figura 71. Obtención de muestra 74
Figura 73. Embrocado del paciente 77
Figura 74. Punción en perro 77
Figura 75. Punción en gato 77
Figura 76. Toracocentésis en perro 78
Figura 77. Toracocentésis en gato 78
Figura 79. Válvula de tres vías 78
Figura 81. Punción 80
x

CUADROS
Cuadro 1. Tubos para la obtención de muestras 6
Cuadro 2. Sistemas orgánicos y sus correspondientes técnicas de biopsias 57
Cuadro 3. Diferentes tipos de biopsias 60
Cuadro 4. Tipos de agujas de biopsias 62
Cuadro 5. Ventajas y desventajas de las técnicas con aguja 62
xi

INTRODUCCIÓN
Diariamente durante la práctica médica profesional tenemos la necesidad de
establecer diagnósticos precisos que nos permitan seleccionar y administrar la
terapia adecuada, de manera que esté plenamente justificada en una situación y
una patología particular. (Aguilar et al, 2005).
En la actualidad para realizar éstos diagnósticos contamos con la patología clínica
veterinaria, que constituye una disciplina que ha tenido una evolución muy
significativa en los últimos treinta años. (Aguilar et al, 2005).
Con los resultados o diagnósticos que se obtienen a través del análisis de
laboratorio, también se puede hacer un pronóstico para tomar decisiones
terapéuticas. (Aguilar et al, 2005).
La patología clínica como especialidad incluye la formación en hematología
clínica, bioquímica clínica y citología clínica, los avances que se han tenido en
éstas áreas, ahora nos permiten efectuar diagnósticos que, antes, eran muy
difíciles. Es importante la participación de esta disciplina en gastroenterología,
dermatología, endocrinología, urología, neurología, oftalmología, neumología,
neonatología, infectología, geriatría, etc. (Aguilar et al, 2005).
La exactitud de las evaluaciones de laboratorio depende, en gran parte, de la
calidad del procedimiento realizado durante la colección, la preparación y el
transporte de las muestras; por tanto, el éxito del empleo del laboratorio esta
relacionado con el cuidado que se procure desde la toma de las muestras, hasta la
ejecución de las técnicas de análisis y el informe de los resultados. (Aguilar et al,
2005).
1

JUSTIFICACIÓN
Como se mencionó anteriormente, los exámenes laboratoriales son una
herramienta indispensable para complementar un diagnóstico, por lo que es
necesario conocer las técnicas adecuadas para la obtención, preparación y
manejo de dichas muestras, con el fin de evitar errores en los resultados que
conlleven a un diagnóstico equivocado.
Aunque existe una gran variedad de libros, revistas, páginas de internet, etcétera,
donde podemos encontrar técnicas para la toma de muestras, no siempre
podemos obtenerlas en un mismo texto, y nos vemos en la necesidad de acudir a
varios, esa fue la razón por la cual se decidió realizar un manual donde explique
de manera sencilla y didáctica, las técnicas más comunes que se utilizan en la
práctica diaria de clínica de perros y gatos.
Éste trabajo reúne los métodos necesarios para la obtención, conservación y
envío de la muestra en un solo manual, evitando con esto que el médico tenga
que acudir a diversos textos, que tenga como consecuencia una pérdida de tiempo
que podría aplicar al paciente.
Ya que no hay material fotográfico en un solo texto, que contenga las técnicas
más comunes que se practican en clínica de perros y gatos, en este manual se
incluyen imágenes, que explique detalladamente las técnicas y procedimientos
adecuados para la toma, conservación y envío de muestras en perros y gatos,
tanto para médicos que están en la práctica profesional, así como para los que
están en formación, ya que es la mejor forma de conocer la técnica y poder
realizarla adecuadamente.
2

OBJETIVO GENERAL
 Reunir en un solo trabajo los procedimientos más comunes que se realizan
en un consultorio veterinario para la obtención y manejo de muestras.
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
 Que los profesionistas obtengan una guía para obtención de muestras de
manera adecuada.
 Un material didáctico que sirva de apoyo para las experiencias educativas
de clínica y medicina y cirugía de perros y gatos.
 Éste manual está diseñado con el fin de apoyar a estudiantes que están
interesados en la clínica de pequeñas especies y a médicos que ya están
en la práctica médica profesional, apoyando con imágenes las técnicas
más comunes en la toma de muestras en perros y gatos.
3

1. RECOLECCIÓN, MANEJO Y ENVÍO DE MUESTRAS PARA
HEMATOLOGÍA EN PERROS Y GATOS.
1.1. MATERIAL
Agujas con tubos al vacío normalmente agujas de calibre 20 G, color
amarillo, 21 G color verde, 22 G color negro con longitudes de 1 a 1
pulgada, a seleccionar de acuerdo con e l vaso sanguíneo a puncionar.
(Núñez et al, 2007).
Figura 1. Agujas
Tomado de: www.klinika-medical.del/.../venble/kanuelen.jpg
Figura 2. Tubos
Tomado de: www.proveedormedico.com/TUBOSVACUTAINER.jpeg
4

Tubos con EDTA, tapón lila, de capacidades 3.0 a 10.0 ml.
Tubos con Citrato de Sodio, tapón azul claro, de capacidades de 3.0 a 10.0
ml.
Tubos con heparina, tapón verde.
Tubos sin anticoagulante tienen tapón rojo, y vienen en capacidades de 3.0,
5.0, 7.0 y 10.0 ml.
Tubos de tapón amarrillo.
Si no se tienen Vacutainer disponibles, se pueden utilizar jeringas de 3 ml
con agujas del No. 22 de 1 a 1 12 pulgadas. (Núñez et al, 2007).
Torundas de algodón
Alcohol al 70%
Isodine espuma
Ligadura
Máquina para rasurar
5

CUADRO 1. TUBOS PARA OBTENCIÓN DE MUESTRAS
Tomado de: Hematología serie blanca, prácticas de laboratorio, López, 2007.
6
TAPON ANTICOAGULANTE SECTOR MATERIAL
EDTA
Hematología
Vidrio
o
plástico
Gel separador
com ativador de
coágulo
Serología
y
bioquímica
Vidrio
o
plástico
Citrato
de
Sodio
Hematología
(Coagulación)
Vidrio
Siliconizado
sin
anti-coagulante
Serología
y
bioquímica
Vidrio
o
plástico
Heparina
Sódica
Bioquímica
e
Inmunología
Vidrio
Fluorato de
sódio + EDTA
Bioquímica
Vidrio
o
plástico

SISTEMA VACUTAINER
AGUJA. CAMISA. TAPÓN. ETIQUETA. TUBO.
Figura 3. Sistema Vacutainer
Tomado de: Hematología serie blanca, prácticas de laboratorio, López, 2007.
7

1.2. TÉCNICA VENA YUGULAR
Para obtener una muestra de sangre en perros y gatos se recomienda
puncionar las venas cefálicas, safenas ó yugulares. (Figuras 4, 5, 6).
Dependiendo de la talla de los animales, por ejemplo para perros pequeños
y gatos, se recomienda tomar la muestra sanguínea de vena yugular.
(Núñez, 2005).
Figura 4. Vena yugular Figura 5. Vena Cefálica
Figura 6. Vena safena
8

Un primer ayudante debe sujetar al perro en posición decúbito esternal
sobre el borde de la mesa de exploración. (Tachika, 2008).
El ayudante sujetará el cuello y la cabeza del animal con una mano y con la
otra mano sujetará ambos miembros torácicos, para evitar que el perro los
mueva durante el procedimiento.
El ayudante debe procurar que el cuello del perro se encuentre extendido
para realizar la preparación antiséptica del mismo y prepararse para la
venopunción yugular.
Se limpia la zona que va a puncionar con antisépticos, como isodine
espuma y alcohol al 70%, este debe secarse con una torunda, para evitar
que penetre por capilaridad y se produzca hemolisis; que afecte la calidad
de la muestra. Esto afecta la calidad de la misma, tanto para hemograma
como para bioquímica y citología. (Aguilar et al, 2005).
Figura 7. Embrocado
Para que la sangre se acumule en el interior de la vena seleccionada, se
puede hacer presión sobre la región lateral a la línea media del cuello, justo
craneal a la entrada del tórax, para hacer que resalte la vena yugular.
9

Figura 8. Presión dedo pulgar
Posteriormente se introduce en la vena, la aguja con el sistema Vacutainer,
y se coloca el tubo según el examen que se va a realizar, se deja llenar ¾
partes del tubo, y posteriormente se retira la aguja de la vena, y se coloca
un algodón con alcohol, haciendo presión en donde se hizo la punción.
(Núñez et al, 2005).
Figura 9. Punción con sistema vacutainer.
Cuando se utiliza una jeringa sin anticoagulante para tomar la muestra, la
transferencia al tubo se efectúa sin aguja y el Vacutainer color lila sin tapón,
dejando deslizar la sangre por la pared del tubo para evitar la hemólisis.
10

Inmediatamente después se tapa y se mezcla suavemente con el EDTA k3
con un movimiento de sube y baja unas 10 veces, evitando agitar
vigorosamente para mantener sin hemólisis la muestra.
Si hay presencia de coágulos en la muestra, se debe realizar nuevamente.
1.3. TOMA DE MUESTRA VENA CEFÁLICA
Un primer ayudante debe sujetar al perro en posición decúbito esternal sobre
la mesa de exploración. El ayudante sujetará el cuello y la cabeza del animal
con una mano y con la otra mano se toma la articulación del codo del
miembro torácico que le quede más cómodo, tratando de extender el
antebrazo del perro. (Tachika, 2008).
Se realiza la preparación aséptica (rasurado, lavado y embrocado) de la
región dorsal del tercio medio distal del radio y ulna, que es la zona que se va
a puncionar. El ayudante que está sujetando el brazo del perro aplica una
ligadura sobre la articulación del codo para interrumpir el retorno venoso y
hacer resaltar la vena, durante un máximo de diez segundos antes de la
venopunción, el mantenerlo por más tiempo, produce un falso aumento del
hematocrito por mayor retención de eritrocitos que en el plasma y podría
ocultar la presencia de anemia en algunas ocasiones.
Para tomar la muestra se debe tomar con una mano el miembro torácico del
perro, de manera de evitar movimiento indeseable.
La venopunción se realiza introduciendo la aguja de la jeringa, con el bisel de
la misma apuntando hacia arriba, en un ángulo de 45 grados
aproximadamente, sobre la vena cefálica que se encuentra resaltada por la
11

presión. Una vez que se ha atravesado la piel, el tejido subcutáneo y la pared
del vaso sanguíneo, se realizará una ligera aspiración del émbolo, para
verificar que efectivamente se introdujo la aguja al vaso sanguíneo.
Se colecta la muestra y se deposita inmediatamente en los tubos específicos
para su transporte (con o sin anticoagulante).
1.4. MANEJO DEL PACIENTE
El paciente debe encontrarse lo menos excitado posible para minimizar las
variaciones fisiológicas que éstos estados provocan. (Aguilar et al, 2005).
La adecuada contención facilita una venopunción limpia y precisa y evita la
contaminación de la muestra.
Cuando se requiera muestra de sangre y orina, se deben colectar antes de
cualquier tratamiento. Pero cuando el paciente se encuentra en tratamiento
por vía intravenosa (venas cefálicas o safena), la muestra sanguínea debe
tomarse del miembro opuesto o de las venas yugulares.
1.5. ENVÍO
Las muestras deben estar identificadas: Nombre del paciente, especie,
raza, edad, hora y fecha de muestreo. (Aguilar et al, 2005).
Esto para cualquier determinación, ya sea para hematología, bioquímica,
urianálisis y citología de líquidos etc.
12

Señalar con tinta roja si el animal es sospechoso de rabia, tuberculosis,
brucelosis, leptospirosis, salmonelosis u otra enfermedad transmisible al
hombre, para aumentar las precauciones en el manejo.
Describir la historia clínica con los hechos más relevantes: Diarrea, vómito,
anorexia, hiporexia, fiebre, etc. Con una duración de “x” días.
Indicar si el animal está recibiendo tratamiento y el tiempo de recibirlo.
Particularmente en el caso de fluidoterapia, corticoterapia de larga acción,
transfusiones sanguíneas, etc., en éstos dos últimos, aunque su
administración haya sido concluida, sus efectos pueden perdurar por 5 o
más días.
El envío de la muestra para sangre entera con o sin anticoagulante debe
estar refrigerada entre +4 y +8°C, y debe llegar al laboratorio antes de las
24 horas tras su extracción. Se debe proteger los tubos frente a los golpes.
Se recomienda dejar la muestra a la temperatura de la pieza durante unos
15 minutos y no exponerla al sol antes de refrigerarla (4°C), para evitar un
choque térmico y hemólisis de la muestra.
Figura 10. Conservación y envío de la muestra
13

2. TOMA, CONSERVACIÓN Y ENVIO DE MUESTRA DE HECES
Hay dos formas en las que se puede recolectar excremento en perros y
gatos: (Corona, 2009).
a) Con asas rectales, en el interior del recto del paciente.
b) Del suelo tan pronto como defeque el anima l.
2.1. MATERIAL
Asas rectales de plástico
Recipiente recolector de plástico limpio o estéril.
Gel lubricante
Portaobjetos
Cubreobjetos
Solución salina
Figura 11. Material para recolección de heces
14

2.2. TÉCNICA CON ASA RECTAL
Un primer ayudante debe sujetar al perro que deberá estar en
cuadripedestación sobre la mesa de exploración. El ayudante sujetará el
cuello y la cabeza del animal con una mano y con la otra mano sujetará la
parte caudal del perro, abrazando el abdomen del mismo, para evitar que el
perro se mueva durante el procedimiento. (Tachika, 2008)
Se lubrica el asa rectal y se introduce en el recto del paciente, dando giros
para poder extraer la muestra de excremento, se necesitan
aproximadamente de 1 a 2gr, dependiendo el examen que se va a realizar.
Como se muestra en las figuras 12 y 13. Se retira el asa rectal y la pequeña
cantidad de excremento que salga pegada a la punta, se extiende sobre un
portaobjetos.
Posteriormente se coloca la muestra en un recipiente de plástico de tapa
ancha, en caso de ser para un examen para microbiología debe ser un
recipiente estéril.
Se añaden unas cuantas gotas de solución salina isotónica a la muestra,
con la finalidad de convertirla en una suspensión acuosa, y se coloca un
cubreobjetos para poder visualizar la muestra a través del objetivo
panorámico y seco débil (10X) de un microscopio óptico, en busca de
huevos de parásitos. Figuras 14 y 15. (Quiroz, 2002).
15

Figura 12. Lubricante Figura 13. Toma de muestra
Figura 14. Portaobjetos Figura 15. Cubreobjetos
2.3. Conservación
Se recomienda no refrigerar la muestra, se debe llevar cuanto antes al laboratorio
con el fin de obtener resultados confiables, mantenerse alejada de la luz, y en un
sitio fresco. [consultado el 15 de abril del 2010].
http://www.cenavece.salud.gob.mx/.../procedimientos_basicos_en_la_toma_de_m
uestras_finales.pdf).
16

3. TOMA DE MUESTRA DE SEMEN
3.1. MATERIAL
Vagina artificial
Tubo recolector estéril
3.2. TÉCNICA
El semen se obtiene en una vagina artificial. (Feldman et al, 2000).
Figura 16
Extremo de vagina artificial bovina, adherida a un tubo estéril.
La tarea más difícil es la estimulación del macho, por lo ge neral no se
necesita una hembra.
Se da masaje al pene y bulbo eréctil dentro del prepucio, cuando el bulbo
eréctil comienza a aumentar de tamaño se desliza el prepucio en dirección
posterior y se exterioriza el pene con el bulbo eréctil.
Extraído el pene y el bulbo eréctil el recolector sostiene con firmeza la base
del pene en dirección proximal al bulbo, se utilizan los dedos pulgar e índice
17

proporcionando masaje y presión; durante la erección o inmediatamente
después inician los impulsos pélvicos con una duración de 5-30 seg.
Figura 17. Estimulación del pene
Figura 18. Paciente en posición para eyacular
La fase inicial del eyaculado consta de líquido prostático sin esperma y la
segunda fracción es rico en esperma.
El semen se obtiene de 2 a 5 minutos, es relativamente resistente al choque
térmico.
Se colectará semen mientras su consistencia sea blanquecina o cremosa y
turbio.
18

3.3 CONSERVACIÓN
3.3.1. SEMEN REFRIGERADO
Mediante la agregación de diluyentes es posible refrigerar el semen, disminuyendo
el metabolismo de los espermatozoides manteniéndolo a temperaturas de 4 °C,
logrando la viabilidad de estos aproximadamente de 24 a 48 hrs ., como mínimo.
Antes de realizar la IA el eyaculado debe alcanzar la temperatura ambiente
lentamente.
Debido a que mediante los diluyentes los espermatozoides se mantienen en
buenas condiciones es factible realizar una IA vaginal.
De esta manera se amplía la posibilidad de uso de un reproductor, permitiendo la
comercialización de semen y facilitando el intercambio genético ent re deferentes
establecimientos.
(http://www.foyel.com/cartillas/20/citologiavaginalcanina.html,2008). [consultado el
20 de marzo del 2010].
19

4. TOMA, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS EN PIEL
4.1 RASPADOS
Son adecuados para las lesiones externas, en biopsias, cirugías y en necropsias.
Cualquier perro o gato con prurito o escamoso puede estar infestado con
Cheyletiella spp., Otodectes cynotis, Scabies scabiei, o Notoedres cati y debe
hacérsele raspado. [Consultado el 7 de abril del 2010].
(http//:www.ivis.org/advances/mueller/part1chap3-es/chapter.asp?LA=2).
Si se sospecha de sarna, las áreas preferidas para el raspado son los hombros,
corvejones y vientre. El borde de las orejas debe rasparse minuciosamente si se
observa algún prurito o descamación en esta área. Alguna veces, la descamación
es ligera y solo se hace evidente durante un examen detallado.
Debe hacérsele raspado a cualquier perro o gato con una posible demodicosis.
De esta manera, todo paciente alopécico y todo paciente con pápulas, pústulas,
costras y particularmente con pododermatitis interdigital, debe ser raspado en
busca de demodicosis. Para un raspado profundo eficaz de la piel de las patas
puede necesitarse sedación o anestesia general.
4.1.1. RASPADO SUPERFICIAL DE PIEL
4.1.1.1. MATERIAL
Portaobjetos
Cubreobjetos
Aceite de inmersión
Hoja de bisturí
20

Figura 19. Material, para raspado de piel
4.1.1.2. TÉCNICA
Un primer ayudante debe sujetar al perro que deberá estar en
cuadripedestación sobre la mesa de exploración. El ayudante sujetará el
cuello y la cabeza del animal con una mano y con la otra mano sujetará la
parte caudal del perro, abrazando el abdomen del mismo, para evitar que el
perro se mueva durante el procedimiento. (Tachika, 2008).
Se deben identificar las zonas de la piel que presentan lesiones primarias.
Los sitios son rasurados suavemente con navajas #40. Los ácaros son
difíciles de encontrar (especialmente los ácaros de la sarna demodécica), de
tal manera que entre más grande sea el área raspada, se tendrá mayor
oportunidad de obtener un raspado de piel positivo.
Se aplican varias gotas de aceite mineral directamente sobre la piel rasurada
o sobre la hoja de bisturí y se distribuye uniformemente en el área. Como se
muestra a continuación. [Consultado el 8 de abril del 2010].
21

Figura 20. Aceite para inmersión
El aceite es raspado con una hoja de bisturí # 11 en dirección del
crecimiento del pelo, la muestra recolectada se coloca sobre una laminilla y
se extiende con la hoja con un movimiento de “untar mantequilla al pan”. Se
raspa de 10 a 15 veces especialmente cuando se sospecha sarna
demodécica, como se muestra en las figuras 21 y 22.
Figura 21. Raspado superficial en gato Figura 22. Portaobjetos
Se recomienda realizar de 3 a 5 laminillas por cada sitio de muestreo.
Se utiliza un cubreobjetos para permitir una evaluación rápida y completa
de los restos recolectados y se examinan la(s) lámina(s) sistemáticamente
con bajo aumento (x10 x40) del ángulo superior izquierdo al ángulo inferior
derecho, como se muestra en las figuras 23 y 24 .
22

Figura 23. Cubreobjetos Figura 24. Observación al microscopio
4.1.2. RASPADOS PROFUNDOS DE PIEL
4.1.2.1. MATERIAL
Portaobjetos
Cubreobjetos
Hoja de bisturí
4.1.2.2. TÉCNICA
Puesto que los ácaros de Demódex canis y felis viven en el folículo piloso, es útil
presionar la piel tan fuerte como lo tolere el paciente antes del raspado con el fin
de sacar a los ácaros de la profundidad de los folículos. Como se muestra en la
figura 25. [Consultado el 8 de abril del 2010].
23

Figura 25. Presión de la piel
Se utiliza una hoja recubierta con aceite mineral en dirección del
crecimiento del pelo hasta que se observe sangrado capilar.
Figura 26. Raspado profundo
Para evaluar un paciente con demodicosis, el raspado debe ser profundo,
hasta que se observe sangrado capilar. La piel debe ser presionada al
máximo para maximizar la recolección de ácaros.
Los miembros y la cara son raspados fuertemente, de tal manera que
pueda ser útil el raspar las áreas eritematosas adyacentes a las pápulas y
costras interdigitales para maximizar el material recolectado y minimizar el
sangrado asociado con el raspado.
24

La muestra recolectada se coloca sobre una laminilla y se extiende con la
hoja con un movimiento de “untar mantequilla al pan”. Y se le coloca un
cubreobjetos para observar al microscopio en el objetivo 10x y 40x.
Figura 27. Extendido de la muestra
Figura 28. Cubreobjetos
Los raspados negativos o el depilado de pelos de las áreas interdigitales no
descartan la pododemodicosis; puede ser necesaria una biopsia para
confirmar o descarta el diagnóstico.
El hallazgo de más de un ácaro debe considerarse como diagnóstico.
25

5. TOMA DE MUESTRA DE CULTIVO PARA DERMATOFITOS
Está indicado un cultivo de hongos en cualquier perro o gato con posible infección
por hongos y por ello en cualquier paciente con alopecia, pápulas, pústulas y/o
costras. [Consultado el 8 de abril del 2010].
5.1. MATERIAL
Portaobjetos
Hoja de bisturí
Cinta adhesiva
Papel higiénico
5.2. TÉCNICA
Deben tomarse pelos y escamas del borde de la lesión (preferiblemente
aquellos que fluorescan bajo la lámpara de Wood).
Si las lesiones no están bien circunscritas o si se sospecha de un portador
asintomático, se recomienda el método McKenzie del cepillo de dientes.
En ésta técnica, el pelo es cepillado con un cepillo de dientes estéril
(cualquier cepillo de dientes nuevo en una caja sellada está lo
suficientemente estéril micológicamente). Las escamas y los pelos
desprendidos recolectados en el cepillo de dientes son colocados
suavemente en agar. Figura 29.
26

Figura 29. Un cepillo dental estéril puede ser empleado para recolectar pelos.
Figuras 30 y 31. La superficie del agar es tocada delicadamente con las cerdas del
cepillo, inoculando el medio cultural. Tomado de:
(http://www.ivis.org/advances/mueller/part1chap3-es/chapter.asp?LA=2).
El medio agar Sabouraud es el medio para cultivo de hongos más común.
En la práctica se usa frecuentemente el medio de prueba para dermatofito
(DTM). El DTM es esencialmente un agar Sabouraud con indicador de color
e ingredientes adicionados que inhiben el sobrecrecimiento de saprófitos y
bacterias.
27

5.3 CONSERVACIÓN
Después de ser inoculado, la caja de cultivo debe ser incubada entre 25°C
y 30°C con 30% de humedad, o en un rincón oscuro y calientito, sin cerrar
la tapa de rosca completamente hasta abajo.
Los cultivos deben ser incubados durante 2 a 3 semanas y ser evaluados
diariamente. [Consultado el 8 de abril del 2010].
28

5. 4. TRICOGRAMA
Los tricogramas pueden ser útiles en cualquier animal alopécico así como también
en animales sospechosos de dermatofitosis pápulas, pústulas o costras
asociadas. (Ackerman, 2008).
5.4.1. MATERIAL
Pinzas sin diente
Portaobjetos
cubreobjetos
Aceite mineral
5.4.2. TÉCNICA
Se utilizan unas pinzas para arrancar fuertemente los pelos de la piel
afectada. Ver figuras 32 y 33.
Los pelos son colocados sobre una lámina y se evalúa con bajo aumento.
Se coloca aceite mineral y cubre objeto para prevenir que la muestra de
pelo se vuele sobre la mesa en vez de permanecer bajo el microscopio.
Figura 34.
Figura 32 y 33 Toma de muestra Figura 34 Muestra en portaobjetos
29

6. EXAMEN CON LÁMPARA DE WOOD
Cualquier perro o gato con posible infección con Microsporum canis debe ser
examinado con la lámpara de Wood.
Cualquier paciente con alopecia, pápulas, pústulas y/o costras pueden
beneficiarse de este procedimiento. (Ackerman, 2008).
6.1. MATERIAL
Lámpara de wood
6.2. TÉCNICA
La lámpara de Wood debe entibiarse por 5 minutos antes de utilizarse pues
la estabilidad de la longitud de onda de la luz y la intensidad dependen de la
temperatura.
El animal se examina bajo la lámpara en cuarto oscuro.
Figura 35. Lámpara de wood
30

Los pelos invadidos por M. canis pueden mostrar una fluorescencia amarilla
verdosa. Esta fluorescencia se presenta lo largo del tallo del pelo, a
diferencia de la fluorescencia discreta de escamas individuales ocasionales
que puede verse en animales y humanos normales.
Algunos medicamentos, jabones y bacterias tales como la Pseudomonas
aeruginosa pueden también producir fluorescencia pero usualmente no está
asociada con los tallos del pelo.
La fluorescencia positiva es diagnóstico de dermatofitosis y el M. canis es
por mucho el dermatofito fluorescente más común en medicina veterinaria.
Figura 36.
Otros dermatofitos pueden mostrar fluorescencia, pero estos no son
relevantes en dermatología veterinaria.
La ausencia de fluorescencia no debe descartar la dermatofitosis. Los
siguientes pasos son el cultivo de hongos y/o la biopsia.
Figura 36. Fluorescencia de los metabolitos dermatofíticos sobre la cola de un
paciente felino, utilizando la lámpara de Wood.
Tomado de: Atlas de dermatología en pequeños animales, 1ª ed. B uenos aires:
Inter-Médica, Ackerman, Lowell 2008.
31

7. CULTIVO BACTERIANO
Los cultivos bacterianos se emplean con poca frecuencia en dermatología
veterinaria. La mayoría de las afecciones bacterianas de la piel son causadas por
Staphylococcus intermedius. Si los cocos se identifican citológicamente, la terapia
antibacteriana empírica es suficiente en la mayoría de los pacientes.
[Consultado el 20 de abril del 2010].
La terapia empírica en dosis apropiadas por un tiempo apropiado no ha logrado
resolver la pioderma (las lesiones están aún presentes y la citología aún revela
cocos). Numerosas bacterias en forma de bastón son identificadas en las
muestras citológicas de los canales auditivos. Estos organismos juegan rara vez
un papel importante en las infecciones cutáneas de los pacientes que clínicamente
no responden a la terapia empírica.
7.1. Material
Gasas
Solución salina
Recipiente estéril
32

7.2. TÉCNICA
Los frotis son tomados de los canales auditivos como se describe en las
muestras para citología. [consultado el 25 de abril del 2010].
Los aspirados de pústulas intactas son útiles en pacientes con pioderma
superficial.
Los frotis de la superficie de la piel para el cultivo de organismos de
pacientes con pioderma profundo no son convenientes. Las muestras son
tomadas de manera similar a la que se utiliza en biopsias bajo condiciones
asépticas (lavado de la superficie de la piel y la utilización de instrumentos y
guantes estériles). La mitad superior de la muestra de tejido con la
epidermis y el pelo se corta y la mitad inferior se introduce en un recipiente
estéril colocado sobre una compresa de gasa estéril empapada en solución
salina estéril para cultivo de macerado. Esto previene el sobrecrecimiento
en el cultivo de bacterias superficiales no relevantes a la infección profunda.
Cada muestra para cultivo y sensibilidad debe estar acompañada por un
examen citológico y los resultados del cultivo deben ser interpretados en
relación a los hallazgos citológicos.
33

8. TÉCNICAS DE COLECCIÓN CON HISOPOS DE ALGODÓN
Se usan en sitios donde no hay fácil acceso para las otras técnicas de colección,
como en el canal del oído, en la vagina, prepucio, ano, mucosa conjuntival,
mucosa oral o en lesiones fistulosas. (Feldman y Nelson, 2000).
8.1. MATERIAL
Hisopos estériles
Portaobjetos
Solución salina
Figura 37. Material para hisopados
34

8.2. TÉCNICA
Se introduce el hisopo dentro del canal lentamente, en los pacientes con
piel seca, (Figuras 38, 39, 40, 41 y 42), el hisopo de algodón puede
humedecerse con solución salina y frotarlo sobre la superficie de la piel
afectada antes de ser rotada sobre la lámina. (Aguilar et al, 2005).
Se hace girar rotándolo con los dedos índice y pulgar, y se retira con
cuidado para no contaminarlo con otros tejidos.
Estará bien tomada si observamos un ligero color café en el hisopo. Una
vez tomada la muestra se introduce el hisopo hasta el fondo en un tubo con
medio de transporte Cary-Blair que debe estar bien tapado (tapón de
rosca).
Después, se rueda el hisopo sobre una laminilla, ejerciendo una ligera
presión con el dedo sobre la varilla para hacer impresiones lineales. Y se
deja secar al aire. Figuras 43, 44 y 45.
Se recomienda realizar dos o tres impresiones en cada laminilla.
En pacientes con piel húmeda o grasosa, se puede frotar la lámina o tomar
directamente la impresión sobre la piel afectada.
35

Figura 38. Citología vaginal Figura 39. Hisopado conjuntival
Figura 40. Hisopado en mucosa oral Figura 41. Hisopado de oído
36

Figura 42. Hisopado en ano
Figura 43. Muestra de mucosa conjuntival Figura 44. Muestra de heces
Figura 45. Muestra de citología vaginal
37

8.3 ENVÌO
Para estudios bacteriológicos se envía inmediatamente después de haberse
tomado. No hay que refrigerar la muestra. [consultado el 2 de mayo del
010].(http://www.cenavece.salud.gob.mx/.../procedimientos_basicos_en_la
_toma_de_muestras_finales.pdf).
En caso de ser para estudios virales mandarlo en refrigeración, aunque no
se recomienda usar hisopo para el caso de virus, en ésta técnica sí se
recomienda refrigerar la muestra.
38

9. TÉCNICA PARA MUESTRAS EN CINTA ADHESIVA
9.1. MATERIAL
Cinta adhesiva
Portaobjetos
Azul de metileno
Cubreobjetos
9.2. TÉCNICA
La técnica de impresión directa utiliza cinta adhesiva transparente para recolectar
desechos de la superficie de la piel. Aunque rápido, este método necesita práctica
para establecer que es "normal." (Ackerman, 2008).
La cinta se presiona con el lado adhesivo hacia abajo sobre la piel.
La cinta se presiona por el lado pegante sobre la piel afectada.
Luego, se presiona (de nuevo con el lado adhesivo hacia abajo) sobre una
gota de azul de metileno o tinción azul de DiffQuick sobre una laminilla.
Se presiona luego con el lado pegante hacia abajo sobre una gota de azul
de metileno sobre una lámina.
39

La cinta sirve como cubreobjeto: La lámina puede ser evaluada aún bajo
aceite de inmersión (con una pequeña gota de aceite colocada
directamente encima de la cinta).
Esta técnica es especialmente útil para la evaluación de Malassezia. Otros
elementos de interés que pueden ser identificados incluyen células
inflamatorias tales como neutrófilos (los cuales pueden haber pasado a
través de la epidermis en respuesta a una infección superficial), células
epiteliales nucleadas (lo cual no es normal y reflejan una anomalía de
queratinización), cocos (bacterias esféricas), bacilos (bastones rectos),
macrófagos, ácaros de Demódex de cuerpo pequeño, Cheyletiella y
ocasionalmente ácaros de Sarcoptes.
9.3. Tinción
Se puede utilizar una coloración de Wright modificada (por ejemplo, Diff Quick)
para colorear las laminillas secadas al aire. Es mucho más rápida y más fácil que
la coloración de Gram y suficiente para evaluar casi todas las muestras citológicas
de piel. Sin embargo, la coloración de Gram es igualmente adecuada. (Ackerman,
2008).
40

10. OBTENCIÓN DE MUESTRAS PARA CITOLOGIA
La técnica para la colección de muestras en citología depende de la localización y
de las características del tejido. (De buen et al, 2001).
Para las diferentes muestras el envío es el mismo:
Los portaobjetos que han de enviarse a un laboratorio deben secarse al aire
y colocarse en contenedores adecuados para el transporte de portaobjetos,
los cuales por lo general son provistos por el laboratorio.
Los portaobjetos deben transportarse a temperatura ambiente para evitar
que el agua se condense en la superficie y produzca la lisis de las células.
Lo ideal sería que las muestras citológicas se envíen al laboratorio en forma
separada de los tejidos fijados en formalina para evitar el contacto con los
vapores de formalina, los cuales pueden inhibir la óptima tinción de los frotis
secados al aire.
Las muestras citológicas deben entregarse al laboratorio junto con la
siguiente información:
a) Descripción detallada
b) Breve historia clínica
c) Hallazgos relevantes del examen físico,
d) Terapia previa,
e) Resumen de los resultados de los exámenes
f) Diagnósticos pertinentes,
g) Diagnóstico tentativo, y sitio donde se tomó la muestra.
h) Esta información es útil para que patólogo realice la interpretación.
41

10.1. ASPIRACIÓN CON AGUJA FINA
10.1.1. ASPIRACIÓN DE NÓDULOS
Esta técnica ayuda a obtener muestras de masas, líquidos y lesiones cutáneas.
Mientras más blando sea el tejido a muestrear, menor será el calibre de la aguja y
menor, también, la presión negativa que se ejerza al momento de la aspiración.
(El émbolo se retrae hasta la marca de 3 a 7ml). (Aguilar et al, 2005).
10.1.1.1 MATERIAL
Jeringas de 10, ó 12 ml y aguja calibre 21 a 25.
Alcohol al 70%
Torundas de algodón o gasas estériles.
10.1.1.2 TÉCNICA
El sitio de la aspiración, se rasura y se limpia bien con alcohol, se agarra
firmemente el nódulo y entonces se inserta la aguja , aspirando varias
veces, en varias direcciones en el centro y en la periferia de la masa (hasta
la marca de 10 ml si es posible), se libera la presión y se saca la jeringa con
la aguja aún adherida. (Aguilar et al, 2005).
Figura 46. Embrocado Figura 47. Aspirado
42

Es importante liberar la presión antes de retirar la aguja, si no el aspirado
puede ser succionando dentro del tubo de la jeringa, de la cual este puede
no ser recuperado. (Davidson et al, 2000).
Se desconecta la aguja, el émbolo se jala hacia atrás y la aguja se vuelve a
reconectar, como se muestra en las figuras 48 y 49.
Figura 48. Liberación de presión Figura 49 Aspirado para presión
Las células son vertidas sobre un portaobjetos. Figura 50.
Y se realiza un frotis lineal o en cruz, posteriormente se tiñe, se deja secar
al aire y se observa al microscopio. En un objetivo de 10x, 40x, 100x. Ver
figura 51.
Figura 50. Portaobjetos Figura 51. Frotis en cruz
43

10.2 AGUJA FINA SIMPLE SIN ASPIRACIÓN
10.2.1 MATERIAL
Jeringas de 3ml, ó 5ml y aguja calibre 21 a 25.
Alcohol al 70%
10.2.2. TÉCNICA
Éste método se ha convertido en una práctica muy común hoy en día.
(Aguilar et al, 2005).
Se inicia rasurando la zona donde se va a puncionar, se desinfecta el área
con isodine espuma y se retira con alcohol al 70%, con torundas de
algodón, como se muestra en las figuras, 52 y 53.
Figura 52. Rasurado Figura 53. Embrocado
44

Se realiza en forma similar al aspirado, con la diferencia de que la aguja no
está conectada a una jeringa no se ejerce una presión negativa.
Solamente se introduce la aguja al tejido de interés y se imprime un
movimiento de vaivén para obtener una muestra limpia y sin contaminación
sanguínea, como se muestra en la figura 54.
Se punciona en varias direcciones y posteriormente se retira y se coloca el
contenido en un portaobjetos conectando la jeringa a la aguja para expulsar
el contenido obtenido, como se muestra en la figura 55 y 56.
Se realiza un frotis lineal ó en cruz, se tiñe y se observa al microscopio en
10x, 40x.100x (con aceite de inmersión), como se muestra en la figura 57.
Figura 54. Punción de masa Figura 55. Punción en varias direcciones
Figura 56. Expulsión del contenido Figura 57. Frotis en cruz
45

10.3. PREPARACIÓN DE LOS FROTIS
10.3.1 FROTIS EN CRUZ
Las dos laminillas se mantienen en forma de cruz y sin ejercer presión.
La laminilla superior se desliza hacia donde marca la flecha, para efectuar
el extendido de las células, y el frotis se obtiene en la laminilla inferior,
como se muestra en la figura 57.
Se debe secar al aire para la fijación de los frotis.
Se recomienda realizar siempre un mínimo de tres a cinco frotis de cada
muestra obtenida. Los frotis no se refrigeran.
Si el material es de viscosidad moderada, como la sangre, se puede hacer
un frotis estándar, cuya fuerza de separación celular es ligeramente inferior
a la de las laminillas en cruz. (Aguilar et al, 2005).
10.3.2 FROTIS ESTÁNDAR
Se coloca una pequeña gota de material sobre una laminilla portaobjetos.
Con otra laminilla se forma un ángulo de aproximadamente 45°.
La laminilla superior se desliza hacia atrás, hasta tocar la muestra, y
después hacia delante, para efectuar el extendido de las células.
46

El resultado es un frotis en forma de pluma que muestra tres diferentes
densidades, como el frotis sanguíneo. Véase figura 58. (Davidson et al,
2000).
Figura 58. Frotis estándar
Tomado de: Manual de patología clínica en pequeños animales, Davidson et al,
2000.
10.3.3 FROTIS LINEALES
Se mantiene la laminilla superior en un ángulo cercano a los 80°.
El extendido sobre la laminilla inferior se suspe nde a la mitad del camino.
Con este procedimiento se obtiene un frotis que, en su eje horizontal,
contiene pocas células, mientras que en su eje vertical (el frotis lineal,
propiamente dicho) hay más células. En la mayoría de los casos, se
recomienda centrifugar previamente la muestra, con lo cual se obtienen
mejores resultados.
Se recomienda realizar rutinas de tres a cinco frotis por cada muestra
obtenida.
47

Este método se recomienda si la muestra es un líquido no viscoso y casi
transparente, ya que no hay fuerza de separación de las células o es
mínima. Ver figura 59.
Figura 59. Frotis lineal
Tomado de: Manual de patología clínica en pequeños animales, Davidson
et al, 2000.
5.3.4. IMPRESIONES
Son las huellas que quedan en una laminilla cuando se pone en contacto con un
tejido. Resultan adecuadas para las lesiones externas o durante cirugías, biopsias
o necropsias. (Aguilar et al, 2005).
Cuando la lesión cutánea esta ulcerada, hay que tomar tres impresiones
antes de limpiar la úlcera y tres después de limpiarla.
En el caso de las biopsias o de material de necropsias, se cortan cubos de
tejido de 0.5 a 1.0 cm de diámetro. Cuando hay lesiones con exceso de
líquido o de sangre que impiden la adhesión adecuada de las células a la
laminilla, se sugiere hacer impresiones suaves sobre papel absorbente
(toallas de papel para secar las manos).
48

Las impresiones se efectúan hasta que el papel absorba poco líquido, esto
indica que la muestra esta lista para realizar las impresiones sobre las
laminillas.
Una vez que el tejido esta seco, se recomienda realizar varias impresiones
sobre la misma laminilla para tener mayor superficie de evaluación.
Se sugiere hacer de tres a cinco laminillas de diferentes cortes, para tener
una mejor idea del tipo de población celular que se encuentra en el tejido, y
para efectuar coloraciones especiales en los casos que lo requieran.
49

11. BIOPSIA DE PIEL (técnica de sacabocados).
La biopsia para examen histopatológico (evaluación microscópica de los tejidos)
es de especial importancia en dermatología, puesto que e l tejido de interés (la piel)
es de acceso inmediato. Si bien es una herramienta valiosa, no se debe aguardar
que la biopsia defina todo el cuadro. Revela cambios en una región diminuta de la
superficie cutánea en un momento temporal particular.
Las biopsias pueden ser obtenidas mediante escisión de toda la patología, incisión
lesional y remoción de una parte representativa o, con mayor frecuencia, con
sacabocados. Cuando se realiza el procedimiento, es importante brindar
preferencias a lesiones primarias o secundarias tempranas.
Los cambios más profundos, como ulceración, fibrosis y alopecia completa,
tienden a resultar menos diagnósticos. Por este motivo, es mejor remitir varias
secciones para evaluación, a partir de una variedad de diferentes lesiones y
estadios de desarrollo. Junto a la muestra, el patólogo debe recibir el historial
clínico con los posibles diagnósticos diferenciales.
No deben hacerse biopsias de úlceras ni erosiones. No hay que esperar que un
patólogo sea capaz de describir en forma más específica "una úlcera" si hace
biopsia de una úlcera o "erosión costrosa" si se selecciona un área excoriada.
(Ackerman, 2008).
50

11.1. Preparación del sitio
Con excepción de la biopsia incisional de los nódulos, no se emplea la
preparación quirúrgica del sitio. Aún la aplicación tópica de alcohol y el
secado al aire puede alterar la epidermis.
Si hay presencia de costras, estas deben dejarse sobre la piel. Si éstas son
desalojadas accidentalmente éstas deben ser colocadas en formalina y se
debe añadir una nota "por favor corte en la costra" en el formulario de
solicitud.
Las costras pueden contener microorganismos o células acantolíticas que
pueden ayudar a obtener el diagnóstico. La infección como resultado de
una ausencia de preparación quirúrgica no parece ser un problema.
(Ackerman, 2008).
11.2. Biopsia excisional o incisional vs. Biopsia de perforación
Hay dos técnicas de biopsia utilizadas comúnmente en medicina veterinaria
1. Biopsia incisional
2. Biopsia de perforación
La segunda se emplea corrientemente como una técnica de extirpación cuando se
quitan nódulos solitarios. También está indicada para vesículas (las cuales son
típicamente más frágiles para sobrevivir a la biopsia de perforación sin que se
rompan), en casos sospechosos de paniculitis (en la cual la suficiente profundidad
de la biopsia no puede lograrse con la punción) y cuando se biopsia el extremo de
una lesión en forma de huso (lo cual permite la orientación correcta de la lesión en
51

el laboratorio donde las lesiones en forma de huso se cortan siempre
longitudinalmente).
La biopsia de perforación es rápida, relativamente atraumática y generalmente se
emplea cuando se sospecha de dermatosis infecciosa, inflamatoria y endocrina.
Los instrumentos desechables para la biopsia de perforación están disponibles en
varios tamaños. Estos pueden ser esterilizados al frío y utilizados nuevamente.
Con excepción de la biopsia de cara y patas, se debe utilizar un instrumento de 8
mm. Se emplean los instrumentos de perforación más pequeños con un diámetro
de 4 o 6 mm para biopsias de cara y pie. Los instrumentos de perforación muy
pequeños (por ejemplo 2 a 3 mm) no son útiles en la práctica de pequeños
animales con excepción de biopsias de párpado. (Ackerman, 2008).
11.3. MATERIAL
Marcador de agua
Jeringas de 3ml
Gasas
Sacabocados
Formalina al 10%
11.4. TÉCNICA
Se rasura la capa de pelo retirando suavemente y el sitio donde se hará la
biopsia se delimita con un marcador a prueba de agua . Si hay presencia de
costras, puede ser menos traumático usar tijeras. (Ackerman, 2008).
52

Figura 60. Se traza un cuadrado alrededor de la muestra para biopsia.
Figura 61. El anestésico local se inyecta subcutáneamente.
Se debe aplicar anestesia local, inyectar como mínimo 0.5 cc o más de
lidocaína en el espacio subcutáneo.
Utilizar sacabocados del tamaño adecuado (4 a 8 mm) para muestrear la
lesión, manteniendo el área de interés en el centro del instrumento, como
se muestra en la figura 53.
Aplicar presión mientras se gira el instrumento, a los efectos de avanzar con
mínimo retorcimiento del tejido. Para evitar el daño del tejido subyacente,
es mejor levantar un pliegue de piel para alejarse de aquel.
Alcanzar el espacio subcutáneo con pinza, socavar el subcutis por debajo
de la muestra y recortar con tijera de cirugía. No asir el tejido de interés.
53

Sacar la muestra y colocar en un recipiente con formol. El volumen
requerido de formalina es de por lo menos 10 veces el volumen de la
muestra.
El defecto que queda se puede curar con suturas o grapas.
Los nódulos deben ser seccionados en pedazos de 1 cm de grosor para
permitir la adecuada penetración de la formalina al centro de la lesión.
Figura 62
El instrumento de perforación se coloca verticalmente sobre la superficie y se hace
rotación en una sola dirección.
Tomado de: Atlas de dermatología en pequeños animales, Ackerman 2008.
Figura 63
La muestra es quitada sujetando su base con una pinza y cortándola.
54

Figura 64
Si la muestra de la biopsia es delgada, ésta se coloca sobre un cartón o abate
11.5. ENVÍO
Para aumentar las posibilidades de recibir un reporte que sea diagnóstico,
es importante el completar cuidadosamente los formularios apropiados para
solicitar el examen de la biopsia de la piel, incluyendo la historia clínica y el
examen físico.
Es importante una lista de diagnósticos diferenciales en cualquier caso
clínico pero es esencial en pacientes dermatológicos. La seborrea o tractos
de drenaje pueden ser el resultado de un amplio rango de procesos de
enfermedad. Esta lista es importante para que el clínico este seguro que él
o ella ha considerado todas las opciones y ha obtenido tanta información
como sea posible tanto de la mascota como del propietario ya antes de
tomar la biopsia. Es igualmente importante para el patólogo y puede ayudar
en la elección de la tinción especial para descartar o confirmar afecciones
inusuales. (Ackerman, 2008).
55

12. OBTENCIÓN DE MUESTRAS PARA BIOPSIA
Obtenidas a partir de pacientes vivos para establecer la naturaleza de un tejido
anormal que puede observarse macroscópicamente, detectarse clínicamente o
mediante el uso de técnicas de imagen (radiografía, tomografía o ecografía).
El examen histológico puede ayudar a establecer la naturaleza de una
enfermedad, es decir, puede ayudar a diferenciar una neoplasia de una
inflamación o de un cambio degenerativo. (Davidson et al, 2000).
La recogida de muestras y el examen citológico implican la obtención y la
preparación de células individualizadas o de pequeños grupos de células. Estas
células se obtienen in vivo a través de distintas vías.
Estas incluyen: desprendimiento o exfoliación natural (por ejemplo, descamación a
partir de la piel o de las mucosas oral, vaginal, anal etc.); eliminación natural a
través de la orina, esputos u otras secreciones (por ejemplo, oculares, nasales,
auriculares); o aspiración mediante agujas de varios calibres, cánulas o catéte res
(por ejemplo, a partir de cavidades corporales o de órganos macizos).
12.1. TÉCNICA
Las muestras celulares se depositan sobre portaobjetos inmediatamente
después de recogerlas. (Davidson et al, 2000).
Se extienden y se secan rápidamente al aire o se fijan en alcohol al 95%,
antes de teñirlas y examinarlas con el microscopio.
Cuando las muestras son predominantemente liquidas suelen
centrifugarse suavemente para concentrar las células o se procesan
mediante el uso de una citocentrífuga.
56

CUADRO 2. Sistemas orgánicos y sus correspondientes técnicas de biopsia
57
Órgano o localización Tipo de biopsia Comentarios
Piel
Escisional
Incisional
-Consideraciones de lugar y
tamaño.
-Lesiones solitarias, múltiples
o generalizadas
-Agujas normalmente no útiles.
-Perforador de keyes.
Nódulos linfáticos
periféricos
Exfoliación (improntas)
Incisional (aguja)
Escisional (impronta)
-Útil en ulceraciones o
neoplasias.
-Las agujas son útiles
Aparato reproductor:
Macho: Testículos
Próstata
Hembra: Vagina
Mamas
Escisional
Incisional (aguja fina)
Exfoliación
Incisional (aguja)
Exfoliación
Escisional/incisional
Escisional; incisional
Escisional
Incisional
Exfoliación (secreciones)
-Se acostumbra a realizar una
orquidectomía bilateral.
-Dificultad para interpretar la
aspiración con aguja fina.
Masaje prostático a través del
recto
Las técnicas con aguja son
difíciles; evitar vía recto.
-Consideraciones de lugar y
tamaño.
-Incluir nódulos linfáticos
cuando sea necesario.
-Problemas de cicatrización.
-Agujas útiles si el paciente es
de avanzada edad o está
debilitado.
-Útil en mastitis o neoplasias.
Aparato urinario:
Riñón
Vejiga
Incisional
Escisional
Exfoliación
-Normalmente con agujas Vim-silverman;
posible hemorragia.
-Si todo el órgano es
claramente anormal.
-Centrifugar o sedimentar la
muestra completa; rápido

5
8
Hígado
Incisional
Incisional
deterioro.
-Consideraciones de tamaño y
lugar
-La resección en forma de
cuña requiere laparotomía.
-Útil aguja de gran calibre
(Menghini)
-Dificultad para interpretar la
aspiración con aguja fina.
Tracto digestivo:
Cavidad oral
Tracto superior:
Esófago
Estómago
Tracto intermedio:
Intestino delgado
Tracto inferior:
Colon
Recto
Ano
Exfoliación
Escisional
Escisional
Pocas veces incisional
Escisional
Pocas veces incisional
Útil si hay abrasión de la
superficie.
Consideraciones de lugar y
tamaño.
Endoscopia y fibra óptica con
recogida de muestras con
cepillo de citología o con
pinzas de biopsia.
Consideraciones de tamaño;
endoscopia con pinzas de
biopsia si es pequeña.
Normalmente requiere
laparotomía.
No es posible usar la
endoscopia; requiere
laparotomía o capsulas de
biopsia.
Puede alcanzar el íleon distal.
Consideraciones de tamaño;
endoscopia con pinzas de
biopsia si es pequeña.
Consideraciones de lugar y
tamaño.
Útil si es accesible o mediante
legrado de la lesión.
Tracto respiratorio:
Cavidad nasal
Exfoliación
Secreciones nasales o

Vías aéreas
Pulmones
Exfoliación
Escisional
Incisional
irrigación con solución
isotónica.
Consideraciones de tamaño y
grado de invasión.
Esputos o irrigación mediante
broncoscopio.
Muestreo con pinzas de
biopsia mediante
broncoscopio.
Lobectomía vía toracotomía
Agujas (de gran calibre o
finas) mediante la técnica
abierta o percutánea.
Resección vía toracotomía
Tomado de: Manual de patología clínica veterinaria en pequeños animales,
Davidson et al, 2000.
59

12.2. TIPOS DE BIOPSIA
CUADRO 3. Diferentes tipos de biopsia
A continuación se explica de forma general como se obtienen las muestras por
biopsia.
60
Tipos de biopsia Breve descripción y características
Escisional
-Extirpación quirúrgica
-A menudo requiere anestesia general
-Son importantes las consideraciones de lugar y
tamaño.
Incisional
-Eliminación únicamente de una parte representativa de
la lesión.
-Problemas de cicatrización si es una neoplasia
-Permite la planificación de abordajes terapéuticos
adicionales.
Con trocar -Eliminación de un cilindro de tejido
-Normalmente uso limitado a la piel
Con aguja
-Eliminación de un pequeño núcleo cilíndrico de tejido o
únicamente de células.
-Es importante la precisión; es útil guiarlas mediante
ecografía
-Poco invasiva
Endoscópica
-Eliminación de pequeñas muestras por avulsión o por
escisión mediante pinzas de biopsia de los tractos
digestivo y respiratorio y de los orificios corporales.
-Pequeñas muestras de tejido
-Poco invasiva
-Requiere sedación o anestesia general en función del
lugar de muestreo.
Exfoliativa
Recogida de células descamadas (de forma natural o
por legrado) procedentes de superficies externas o
internas.
Normalmente se realiza un estudio citológico.
Simple y fácil, en función de la localización.
Poco invasiva, en función de la localización.

12.3. BIOPSIAS ESCISIONALES E INCISIONALES
La biopsia escisional permite extirpar la lesión entera en una sola operación. En
cambio la biopsia incisional elimina de forma deliberada solo una parte
(idealmente representativa) de la lesión. Por lo general basta con este tejido para
los propósitos diagnósticos o de “planificación”, ya que es posible que la lesión
esté situada cerca de un tejido u órgano vital y la extirpación comprometa la
integridad del órgano, que la lesión sea infiltrativa o que sea necesario
determinar su naturaleza (neoplásica, maligna o benigna) antes de ir más allá.
No se necesitan instrumentos especiales para las biopsias escisionales o
incisionales; es suficiente con el instrumental quirúrgico estándar, es decir,
bisturí, pinzas con dientes, tijeras, mosquitos e instrumental de sutura. Hay que
tener cuidado con la biopsia escisional cuando existe alguna duda sobre la
capacidad de coagulación sanguínea del paciente.
Cuando se obtiene una biopsia por incisión para realizar un estudio
histopatológico antes de planificar una cirugía más radical, se recomienda que el
tejido incluya un margen de tejido normal siempre que sea posible. (Davidson et
al, 2000).
12.4. BIOPSIA CON AGUJA Y CON TROCAR
El trocar de keyes, que es ampliamente utilizado para obtener núcleos circulares
de epidermis y dermis de 5 mm de diámetro o menores. Estos instrumentos son
adecuados para la obtención de múltiples muestras cutáneas de perros y gatos y
también cuando la lesión es pequeña, focal y puede ser abarcada por el trocar de
biopsia. Las biopsias elípticas pueden realizarse bajo sedación y anestesia local,
al igual que se hacen normalmente las biopsias de sacabocados. (Davidson et al,
2000).
61

12.4.1. MATERIAL
Las agujas para realizar biopsias son de dos tipos: las de gran calibre y las de
pequeño calibre, y su longitud varía entre los 12 mm y los 15 cm.
CUADRO 4. Tipos de aguja de biopsia
Denominación Nombre G Muestra
CUADRO 5. Ventajas y desventajas de las técnicas con aguja
62
Ventajas Desventajas
-Poco invasivas pero depende de la
localización.
-Rápidas, citología por aguja fina en menos
de una hora.
-Repetibles; depende del tamaño,
localización y naturaleza de la lesión.
-Anestesia; sedación con anestesia local
más que anestesia general.
-Adecuadas para pacientes debilitados o
geriátricos.
-Tamaño de muestra pequeño; puede
estar fragmentada.
-Es posible que no sea representativa de
toda la lesión.
-Es posible que no se muestree la lesión
focal, a menos que sea guiada mediante
ecografía.
-puede dar “falsos negativos”.
-La interpretación requiere un experto
(especialmente la aspiración con aguja
Gran calibre
Vim-silverman
modificada
Tru-cut
Osgood
Jamshidi
Menghini
14
14
15/16
15
15
Cilindro de tejido (riñón).
Cilindro de tejido (todos los
órganos y tejidos).
Medula ósea (tejido
medular + sangre).
Trepano óseo (hueso +
medula).
Cilindro de tejido (hígado)
Aguja fina Hipodérmica 21-25 Células (aspiración de
cualquier órgano).

fina).
-Relación coste-eficacia, ya que el -“diseminación” de las células de una
instrumental de muestreo no es caro. neoplasia maligna (raro).
Tomado de: Manual de patología clínica veterinaria en pequeños a nimales,
12.5. MANIPULACIÒN DE LOS TEJIDOS Y DE LAS BIOPSIAS
El manejo correcto de las muestras liquidas y tisulares después de realizar la
biopsia o la extracción es una fase importante a la que a menudo no se le presta la
suficiente atención.
El manejo inicial tras su obtención, la fijación y el transporte de la muestra pueden
influir en el éxito del diagnostico; las muestras mal fijadas o mal manipuladas,
especialmente si son pequeñas (por ejemplo, biopsia endoscópica), pueden
impedir que se realice un diagnostico lógico. (Davidson et al, 2000).
12.5.1. MUESTRAS LÌQUIDAS
La clave del éxito está en que sean procesadas rápidamente, idealmente en el
mismo día. Cuando las muestras pueden llevarse al laboratorio para ser
examinadas el mismo día de su obtención, debe disponerse un volumen
representativo, no más de 20 ml, en un contenedor estéril sin fugas.
Si el líquido tiende a coagularse, debe emplearse EDTA o un anticoagulante
similar.
Cuando no sea posible procesar un líquido fresco sin fijar, deben realizarse
extensiones sobre portaobjetos. Si el líquido tiene una de gran densidad celular,
63

puede extenderse una pequeña gota de la suspensión utilizando la técnica
hematológica convencional. Es un método similar a la técnica estándar utilizada
para hacer extensiones sanguíneas, las células más grandes y los agregados
celulares tienden a distribuirse en el área con forma de pluma de la extensión. Por
consiguiente, el extremo con forma de pluma debe terminar dentro del
portaobjetos. Si se coloca demasiado material se perderán estas células,
especialmente si la viscosidad es baja o se aplica un ángulo o una velocidad
incorrectos a la hora de hacer avanzar el portaobjetos superior.
Cuando la densidad celular sea baja, el contenido celular debe concentrarse, si es
posible, mediante centrifugación a 1.500 rpm durante 3-5 minutos o, si no hay una
centrifuga disponible, mediante la sedimentación por gravedad de la muestra
durante unos 30 minutos. Las muestras de líquido cefalorraquídeo requieren un
manejo especial (Jannison y Lumsden, 1988) y deben estar listas para su examen
antes de pasada una hora desde su extracción para evitar las alteraciones
morfológicas.
Las extensiones deben secarse lo más rápido posible al aire agitándolas
vigorosamente o utilizando un pequeño secador de manos a baja temperatura.
Entonces pueden ser enviadas al laboratorio en un contenedor apropiado. No es
recomendable realizar la fijación y el transporte en alcohol al 95%. (Davidson et al,
2000).
12.5.2. MUESTRAS HISTOLÓGICAS
El tamaño de las muestras histológicas varía desde unos pocos milímetros de
diámetro, en el caso de las biopsias endoscópicas y de los fragmentos exfoliados,
hasta grandes masas neoplásicas de 15-20 cm de diámetro o más.
64

Las muestras histológicas pequeñas deben colocarse en una placa de Petri sobre
un soporte de espuma no vellosa o una base similar y deben humedecerse con
suero salino isotónico estéril o con medio de cultivo para tejidos hasta el momento
de su fijación, alternativamente, y si es posible, se fijan dentro de los 5-20 minutos
posteriores a su obtención.
Las muestras grandes se colocan sobre placas o bandejas limpias y estériles (por
ejemplo, placas de petri o bandejas de acero inoxidable) antes de seleccionar las
áreas que van a ser fijadas para el examen histopatológico o utilizadas para otros
exámenes (por ejemplo, bacteriológico o bioquímico).
Las muestras grandes siempre plantean un problema para los clínicos remitentes,
ya que el dogma tradicional de la fijación de las muestras de tejido con formalina a
razón de un “volumen” de tejido por 10 “volúmenes” de formalina, dejado de lado
por los anatomopatologos, a menudo queda anulado por el tamaño y complejidad
de estas muestras. En el caso de masas bien definidas o encapsuladas, como las
neoplasias de la superficie cutánea de unos 3-4 cm de diámetro, la fijación con
formalina a razón 1:10 todavía es factible, pero permanece el problema de la
penetración adecuada del fijador en la muestra. Si no se produce una correcta
penetración, la muestra de tejido sufre una autolisis, lo que dificulta o imposibilita
la interpretación histopatológica.
El problema tiene una solución lógica que puede aportar una información útil
adicional para el diagnostico. En el caso de masas pequeñas o de lesiones bien
definidas, únicamente con una bisección es suficiente y la muestra puede fijarse
en forma de dos mitades (preferiblemente seccionadas de forma longitudinal). Si la
lesión debe ser dividida en dos, hay que hacerlo completa y uniformemente.
Muy a menudo el anatomopatológico recibe muestras deformadas, que son
difíciles de orientar y de convertir en bloques porque la muestra fresca fue
seccionada de forma incorrecta. Es posible que las lesiones de mayor tamaño y
65

las lesiones irregulares tengan que ser sometidas a más de una sección o
seccionadas en más de un plano. En estos casos es importante que el clínico
remitente informe al anatomopatólogo sobre lo que se ha hecho y de que partes
de la lesión, si no es completa, se han enviado. Esto puede hacerse mediante una
descripción escrita, pero probablemente la mejor forma y la más fácil de hacerlo es
enviando un diagrama comentado.
Nunca deben colocarse en un mismo contenedor las diferentes muestras tisulares
de un mismo animal (por ejemplo , una verruga cutánea, un épulis oral y un tumor
anal no deben depositarse juntos). La colocación de múltiples muestras sin
identificar y procedentes de distintos lugares en un mismo contenedor provoca una
gran inquietud a los anatomopatólogos. (Davidson et al, 2000).
12.5.3. FIJACIÓN DE LA MUESTRA
La fijación es el proceso por el cual se evitan o se previenen los cambios
autolíticos que se producen en los tejidos, a menudo favorecidos por agentes
infecciosos, inflamaciones y por un mal manejo físico después de obtener la
muestra. El objetivo es utilizar un producto para fijar y conservar la arquitectura
celular para la interpretación y la valoración histopatológica.
El mejor fijador para la mayoría de propósitos diagnósticos es aun la solución de
formalina, relativamente barata, fácil de usar y, si se maneja prudentemente, no es
toxica ni irritante para sus usuarios. Una gran ventaja es que la formalina es tan
buen conservante como fijador, por lo que los tejidos fijados con esta sustancia
pueden guardarse durante meses si es necesario. (Davidson et al, 2000).
66

13. TOMA, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS DE ORINA
La orina es una sustancia potencialmente peligrosa porque pueden haber en ella
organismos causantes de zoonosis como, por ejemplo, los del género Leptospira;
por lo tanto hay que llevar guantes desechables durante la obtención y el manejo
de las muestras de orina. (Davidson et al, 2000).
Es importante emplear el método adecuado para la obtención de orina.
Los principales son:
13.1. MICCIÓN ESPONTÁNEA
13.1.1. MATERIAL
13.1.2. Técnica
La orina se recoge durante la micción o mientras se exprime manualmente
la vejiga de la orina. La primera fracción de orina es la mejor muestra
cuando se sospecha que la lesión se enc uentra en la parte más distal del
tracto urinario, por lo que sirve para obtener e identificar tapones uretrales,
cristales, urolitos, bacterias, infecciones víricas o hemorragias. Sin
embargo, también es la muestra con más probabilidad de estar
contaminada con células, bacterias y restos celulares/ espermatozoides del
tracto genital y pelo circundante. Figura 65. (Davidson et al, 2000).
67

Figura 65. Micción espontánea
La fracción intermedia es la mejor muestra para la mayoría de pruebas, y la
fracción final de orina resulta optima para evaluar la existencia de una
enfermedad prostática y, en algunos casos para obtener el sedimento o la
hemorragia que puede estar depositada en el suelo de la vejiga.
Hay que recoger la mayor cantidad de orina posible en un recipiente inerte y
estéril de plástico, acero o cerámica y luego transferido a un recipiente
estéril.
La orina obtenida por micción espontanea esta casi siempre contaminada
por bacterias; sin embargo es un método aceptable para realizar el examen
físico, examen químico, medir el pH y evaluar el aspecto microscópico.
Este método no es adecuado para realizar un cultivo urinario. (Davidson et
al 2000).
68

13.2. CISTOCENTÉSIS
13.2.1. MATERIAL
Jeringas de 5ml ó 10ml
Alcohol al 70%
Yodo
Recipiente estéril de plástico
Figura 66. Material para cistocentésis
13.2.2. TÉCNICA
Se debe sujetar al perro en posición decúbito lateral sobre la mesa de
exploración. Es necesario que el perro o gato cuente con la vejiga plétora o
lo suficientemente llena como para palparse con facilidad a través de la
pared abdominal. (Tachika, 2008).
Se prepara de manera antiséptica la región del abdomen caudal y ventral
(rasurado, lavado y embrocado).
69

Para realizar la cistocentésis, se debe ubicar perfectamente bien la vejiga
urinaria, a través de palpación abdominal externa , la vejiga llena de orina se
identifica por palpación y se encuentra apoyada sobre la pared abdominal
ventral caudal.
Una vez que se ha localizado la vejiga urinaria, se procede a realizar la
punción trans-abdominal con la jeringa de 5 o 10ml, en un ángulo de 45
grados, con un movimiento firme, pero cuidadoso y delicado. Ver figura 67.
Se succiona un poco el émbolo de la jeringa, para verificar si se obtiene
líquido (orina) y en caso de una muestra positiva, se termina de llenar la
jeringa, para después retirarla del paciente rápidamente. Posteriormente se
coloca por unos segundos una torunda de algodón mojada con alcohol en
el sitio de punción abdominal
La orina se recoge con una jeringa o en un recipiente estéril, de tal modo
que pueda emplearse para el análisis y/o para el cultivo microbiológico y el
antibiograma. Ver figuras 68 y 69. (Davidson et al, 2000).
La cistocentésis se considera el método de elección para la obtención de
orina debido a que proporciona muestras no contaminadas por bacterias y
células procedentes de la uretra distal, lo que permite interpretar de forma
más exacta los resultados de los cultivos y de los antibiogramas. (Elliot,
1996; Scott-Moncrieff, 1996).
70

Figura 67. Se introduce la aguja Figura 68. Obtención de muestra
Figura 69. Frasco estéril de boca ancha
13.3. CATETERIZACIÓN
Es un método útil para identificar la localización de las obstrucciones parciales o
totales de la uretra, especialmente cuando son debidas a urolitos, estenosis o
cuerpos extraños. (Davidson et al, 2000).
La cateterización también se emplea en los estudios diseñados para controlar el
volumen de orina y la tasa de producción en estudios sobre insuficiencia renal,
71

para administrar el medio de contraste radiográfico y para determinar el volumen
de orina que queda en la vejiga tras la micción.
La cateterización es un procedimiento poco invasivo y bien tolerado por muchos
perros adultos, pero las perras, gatas y los gatos enteros requieren con frecuencia
la administración de sedantes o de anestésicos generales. (Smarick et al, 2004).
Aunque es un procedimiento muy utilizado, tiene sus inconvenientes, pueden
transportarse los organismos presentes en la parte distal de la uretra y del tracto
genital a la vejiga y provocar con ello una infección del tracto urinario.
(Biertuempfel et al, 1981).
13.3.1. MATERIAL
Sondas flexibles ó rígidas
Riñón de plástico o metal
Gasas estériles
Solución salina
13.3.2. TÉCNICA
Un ayudante debe sujetar al perro en posición decúbito lateral sobre la
mesa de exploración. (Tachika, 2008).
Un segundo ayudante debe limpiar con una gasa que contenga un poco de
solución salina isotónica la punta del prepucio del perro. Con otra gasa, se
realiza el mismo procedimiento sobre la punta del pene.
72

El ayudante, quien previamente se ha puesto guantes estériles, recibe el
catéter uretral estéril y sin tocar al paciente, calcula la longitud que va a
introducir del mismo. Esto se realiza trazando de manera imaginaria el
trayecto que seguirá el catéter a través de la uretra peneana, la uretra
prostática hasta llegar finalmente a la vejiga urinaria.
Se retrae la piel del prepucio de manera que quede expuesta la punta del
pene y se visualice el orificio uretral, por donde se introducirá gentilmente el
catéter urinario, previamente lubricado con gel estéril. Ver figura 70
Figura 70. Se retrae la piel y se introduce la sonda previamente lubricada.
Una vez que se ha introducido el catéter y comienza a salir la orina a través
del mismo, se obtiene la muestra en un recipiente estéril. Figuras 71 y 72.
73

Figura 71. Obtención de muestra Figura 72. Obtención de muestra
13.4. CONSERVACIÒN
El método de conservación es igual en las tres técnicas mencionadas
anteriormente. (Aguilar et al, 2005).
Una vez que se ha obtenido, la muestra de orina debe ser analizada lo más
pronto posible.
Existen diferencias de criterio entre autores, pero en ningún caso se
recomienda que se analice después de dos horas cuando se dispone a
temperatura ambiente; si no se va a cumplir esta condición, es necesario
refrigerarla y realizar el análisis antes de cuatro horas. Si se requiere
mantener la muestra por más tiempo, se deberá dividir en dos porciones, y
conservar cada una de la siguiente forma:
74

-Formalina amortiguada al 40%. Se agrega 1 gota por cada 20 ml de orina. Se
utiliza para el examen del sedimento, con el fin de conservar las células y otros
componentes del sedimento; produce cambios pequeños en el pH, sin embargo,
interfiere con algunas determinaciones químicas.
-Congelación: se emplea para llevar a cabo los exámenes físico y químico. Este
método es útil cuando se van a hacer determinaciones fotométricas o
colorimétricas como urea, creatinina y minerales.
Es muy importante que cuando se vaya a analizar una muestra que ha estado en
refrigeración, se permita que esta alcance nuevamente la temperatura ambiente
(15-25°C) para que se disuelvan los solutos que se precipitaron con la baja
temperatura. Antes de implementar cualquier tipo de terapia, es necesario realizar
un urianálisis o cualquier otra prueba de laboratorio.
75

14. OBTENCIÓN DE MUESTRAS DE CAVIDADES CORPORALES
El lugar y el modo de elección para recoger la muestra varían en función de la
especie, del lugar donde se sospecha que se encuentra la lesión y del operador.
Hay que utilizar técnicas asépticas, incluyendo la preparación quirúrgica de la
superficie cutánea. Pueden usarse sedantes y anestésicos locales, pero suelen
ser muy necesarios. (Davidson et al, 2000).
14.1. TORACOCENTÈSIS
14.1.1. MATERIAL
Alcohol al 70 %
yodo
Agujas de calibre 20-22 G
14.1.2. TÉCNICA
La toracocentésis se lleva a cabo con el animal de pie o en decúbito
esternal. Suele realizarse en el tercio ventral del séptimo o el octavo
espacio intercostal. Se rasura y se embroca al paciente con isodine espuma
y alcohol al 70%. Ver figura 73.
76

Figura 73. Embrocado del paciente
Se introduce una aguja de 20-22 G de calibre cerca del borde anterior de la
costilla para reducir la probabilidad de lesionar los vasos sanguíneos y los
nervios localizados en el borde caudal de cada costilla. Ver figuras 74 y 75.
Figura 74. Punción en perro
Figura 75. Punción en gato
77

Para disminuir el riesgo de lacerar los pulmones se utiliza una granula. Si
hay que drenar mucho liquido, se emplea una válvula de tres vías para
evitar en lo posible un neumotórax. Ver figuras 76, 77, 78, 79.
Figura 76. Toracocentésis en perro Figura 77. Toracocentésis en gato
Figura 78. Obtención de muestra Figura 79. Válvula de tres vías
78

14.2. ABDOMINOCENTÈSIS
14.2.1. MATERIAL
Alcohol al 70%
yodo
Aguja de 20-22 G ó catéter negro
Riñón de plástico o metal
14.2.2. TÉCNICA
La abdominocentésis se lleva a cabo con el animal de pie o en decúbito
lateral. (Davidson et al, 2000).
Se rasura toda el área abdominal del paciente, y posteriormente con
torundas de algodón se embroca con isodine espuma y alcohol al 70%.
Figura 80. Embrocado
79

La punción suele realizarse 1-2 cm por detrás del ombligo en la línea media
ventral.
Se utiliza una aguja de 20-22 G, con una longitud suficiente para penetrar el
grosor de la pared abdominal, ó catéter color negro.
Se introduce la aguja y se obtiene el líquido por gravedad. Puede utilizarse
una branula y una válvula de tres vías. Ver figuras 81, 82.
Figura 81. Punción
Figura 82. Obtención de muestra
80

14.3. CONSERVACIÓN
En las técnicas de toracocentésis y abdominocentésis se utiliza el mismo método
de conservación y envío.
El recuento de células nucleadas se hace mediante métodos manuales o
automáticos. Si el recuento celular determinado ya sea por recuento ya sea por el
grado de turbidez del líquido es elevado, es decir, superior a 10 x 109 células por
litro, deben realizarse frotis directos para teñir y examinar. Si no es así, hay que
concentrar las células centrifugando la muestra y realizar una extensión a partir
del sedimento. Todo esto debe realizarse lo antes posible para que se conserve la
morfología celular. Si las células no pueden ser concentradas en la clínica ni ser
procesadas en un laboratorio de referencia al cabo de pocas horas, hay que
realizar frotis directos inmediatamente.
La concentración de hemoglobina y /o el valor hematocrito se utilizan para estimar
la cantidad de sangre presente en los líquidos cavitarios.
La concentración de proteínas se determina con un refractómetro o haciendo un
análisis químico.
Las muestras para realizar otras pruebas de bioquímica clínica deben depositarse
en tubos sin anticoagulante.
Hay que anotar el aspecto del líquido aspirado. El color y la turbidez indican la
presencia de pigmentos y de células respectivamente; hay que anotar y tener en
cuenta el aspecto original para poder realizar una interpretación correcta.
(Davidson et al, 2000).
81

14.4. ENVÍO
Las muestras de líquidos hay que depositarlas en tubos con acido etilen-diamino
tetracético (EDTA) para poder realizar el recuento celular y el
examen citológico. (Davidson et al, 2000).
Los frascos, viales, tubos, etc., deben estar tapados lo más herméticamente
posible, colocando bien las tapas y tapones los cuales se asegurarán con
tela adhesiva. [consultado el 8 de mayo del 2010].
ttp://www.cenavece.salud.gob.mx/.../procedimientos_basicos_en_la_toma
_de_muestras_finales.pdf.
Cuando se manden varios tubos se aseguran con ligas y se colocan en
bolsas cerradas.
Los frascos se colocan en bolsas de plástico resistentes y herméticamente
cerradas.
Las laminillas se deben enviar secas, envueltas individualmente en papel de
China y cada una estar bien identificada con un número o el nombre del
paciente.
Las muestras se colocan en cajas térmicas resistentes empaquetándolas
con relleno de papel, plástico o madera (viruta), para amortigua r los golpes.
82

No olvidar que las muestras deben estar acompañadas de una carta u oficio
en el que se especifique claramente que tipo de prueba se solicita y un
resumen clínico enfatizando la fecha de inicio del padecimiento y la fecha
de la toma de la muestra, edad y sexo, estos documentos (original y copia),
se colocan dentro del paquete en una bolsa de plástico sellada para evitar
la pérdida de esta información.
83

15. BIBLIOGRAFIAS
LIBROS
Aguilar, B. J. Arias, C. L. Arzate, B. A. Méndez, A. R. E. Núñez O. L. Padilla,
S.J. Tachika, O. Y. 2005. Métodos y técnicas de diagnóstico, Módulo 1, ed.
Graphics, 345 p.
Davidson, M. Roderick, E. Lumsden, J. 2000. Manual de patología clínica
veterinaria en pequeños animales, ed. Harcourt.
Ackerman, L. 2008. Atlas de dermatología en pequeños animales, ed. Inter-médica.
510 p.
Núñez, O. Bouda, J. L. 2007. Patología clínica veterinaria, Facultad de
Medicina Veterinaria y Zootecnia, 1era ed. 345 p.
De buen, A. N. Maldonado, H. G. Romero R. L. 2001. Citología diagnóstica
veterinaria, Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia UNAM, 1era ed. El
manual moderno, México D.F.
Quiroz, H. 2005. Parasitología y enfermedades parasitarias de animales
domésticos, ed. Limusa, S.A. de C.V. 876 p.
Feldman, C. E. Nelson, W. R. 2000. Endocrinología y reproducción en perros y
gatos. 2nd ed. McGraw-Hill. 856 p.
84

MANUALES
López, V. F. J. 2007. Hematología serie blanca; prácticas de laboratorio;
Facultad de Bioanalisis.
López, V. F. J. 2007. Manual de prácticas de parasitología clínica; Facultad de
Bioanalisis.
Corona, C. G. 2009. Diagnóstico de la parasitosis gastrointestinal; especialista
en medicina y cirugía y salud en perros y gatos, Universidad de Guadalajara.
Tachika, O. Y. V. 2008. Manual de prácticas de la asignatura, práctica de
medicina de perros y gatos; UNAM.
ARTÍCULOS ACADÉMICOS
Biertuempfel, P. H. Ling. G.V. Ling G. A, <<urinary tract infection resulting from
catheterisation in healthy adult dogs>>, J Am Vet Med Assoc. 1981 May 1; 178
(9):989-91.
Smarick SD, Haskins SC, Aldrich J, Foley JE, Kass PH, Fudge M, Ling GV.
Incidence of catheter-associated urinary tract infection among dogs in a small
animal intensive care unit, J Am Vet Med Assoc. 2004 Jun 15; 224(12):1936-
40.
Scott-Moncrieff, C.R. <<Dysuria>>, Manual of canine and feline Nephrology
and Urology; ed. J. Bain bridge y J. Elliot, B SAVA Publications, Cheltenham,
1996, p. 18-27.
85

PÁGINAS ELECTRONICAS / WEB SITE
Cenavece-salud.gob.mx. 2008. Procedimientos básicos en la toma de
muestras biológicas para diagnostico. [consultado el 18 de abril del 2010]
http://www.cenavece.salud.gob.mx.
Citología Veterinaria. 2010. [consultado el 7 de abril del 2010].
http://www.ivis.org/advances/mueller/part1chap3-es/chapter.asp?LA=2
Citología vaginal canina. 2007. [consultado el 20 de marzo del 2010].
http://www.foyel.com/cartillas/20/citologiavaginalcanina .html.
Tubos vacutainer.[consultado el 10 de marzo del 2010].
www.proveedormedico.com/TUBOSVACUTAINER.jpeg.
Agujas vacutainer [consultado el 13 de marzo del 2010]. www.Klinika-medical.
de/…/venble/kanuelen.jpg.
86

Manual practico de toma de muestra en caninos y felinos

Recommended

Recommended

More Related Content

What's hot

What's hot (20)

Similar to Manual practico de toma de muestra en caninos y felinos

Similar to Manual practico de toma de muestra en caninos y felinos (20)

More from Guillaume Michigan

More from Guillaume Michigan (20)

Recently uploaded

Recently uploaded (20)

Manual practico de toma de muestra en caninos y felinos