Documento técnico GNEAUPP nº4

1 Toma de muestras para el laboratorio de microbiología
Procedimientos y recomendaciones
DOCUMENTO TÉCNICO GNEAUPP Nº IV
“Toma de muestras para el laboratorio de
microbiología. Procedimientos y
recomendaciones”
2ª Edición. Noviembre de 2018
GRUPO NACIONAL PARA EL ESTUDIO
Y ASESORAMIENTO EN ÚLCERAS
POR PRESIÓN Y HERIDAS CRÓNICAS

Documento Técnico Nº IV 2
EL PRESENTE DOCUMENTO TÉCNICO DE CONSENSO FUE ELABORADO
POR EL PANEL DE EXPERTOS INTEGRADO POR:
Prof. Dr. JOSÉ VERDÚ SORIANO
Enfermero. Doctor por la Universidad de Alicante. Máster Oficial en Ciencias de la Enfermería.
Departamento de Enfermería Comunitaria, Medicina Preventiva y Salud Pública e Historia de la Ciencia,
Universidad de Alicante. Miembro del Comité Director del GNEAUPP
Dr. PABLO LÓPEZ CASANOVA
Enfermero. Master en Ciencias de la Enfermería. Doctor por la Universidad de Alicante. Centro de Salud
de Onil. Departamento de Salud Alcoy. Miembro del Comité Director del GNEAUPP
Dra. Mª ISABEL SÁNCHEZ ROMERO
Doctora en Medicina y Cirugía. Especialista en Microbiología y Parasitología. Profesor Asociado del
Departamento de Medicina Preventiva y Microbiología, Facultad de Medicina, Universidad autónoma de
Madrid.
Dª TERESA SEGOVIA GÓMEZ
Enfermera. Miembro del Comité Director del GNEAUPP. Madrid.
Como citar este documento:
Verdú Soriano, J; López- Casanova, P; Sánchez Romero. I; Segovia Gómez, T. Toma de
muestras para el laboratorio de microbiología. Procedimientos y recomendaciones. Serie
Documentos Técnicos GNEAUPP nº IV. Grupo Nacional para el Estudio y Asesoramiento
en Úlceras por Presión y Heridas Crónicas. Logroño. 2018.
© 1995 GNEAUPP – 1ª edición
ISBN-13: 978-84-09-06690-2
Edición y producción: GNEAUPP
Imprime: GNEAUPP
Fotografías: Gloria Segura Jordá.
Los autores del documento y el Grupo Nacional para el Estudio y Asesoramiento en Úlceras por Presión y
Heridas Crónicas, firmemente convencidos de que el conocimiento debe circular libremente, autorizan el uso
del presente documento para fines científicos y/o educativos sin ánimo de lucro, siempre que sea citado el
mismo de manera adecuada.
Queda prohibida la reproducción total o parcial del mismo sin la expresa autorización de los propietarios
intelectuales del documento cuando sea utilizado para fines en los que las personas que los utilicen obtengan
algún tipo de remuneración, económica o en especie.

Documento avalado por:
“Toma de muestras para el
laboratorio de microbiología.
Procedimientos y
recomendaciones”
Reconocimiento – NoComercial – CompartirIgual (by-nc-sa): No se permite un uso
comercial de la obra original ni de las posibles obras derivadas, la distribución de las cuales se
debe hacer con una licencia igual a la que regula la obra original.

0. ÍNDICE.
1. Introducción 7
2. Estado actual del conocimiento 11
2.1. Condiciones generales 11
2.1.1. Información que debe acompañar a la muestra 12
2.1.2. Envases utilizados 12
2.1.3.Conservación y transporte de las muestras hasta su procesamiento 13
2.2. Toma de muestras para identificación de microorganismos
planctónicos, basados en el cultivo y/o inmunohistoquímica
13
2.2.1. Toma de muestras con hisopo o torunda 13
2.2.2. Toma de muestras por punción-aspiración 17
2.2.3. Toma de muestras por biopsia de tejido 20
2.3. Toma de muestras para identificación de microorganismosformando
biofilm
22
2.3.1. Toma de muestras por biopsia de tejido (ver 2.2.3) 22
2.3.2. Toma de muestras por desbridamiento de tejido 22
3. Recomendaciones para los investigadores 24
4. Bibliografía 25
5. Anexos 27
Anexo 1. Algoritmo clínico para la identificación de biofilm en heridas
crónicas
27

Introducción
1. INTRODUCCIÓN.
La piel es un órgano en el que se encuentran numerosos microorganismos,
denominados en conjunto, como microbiota de la piel (anteriormente se usaba el
termino flora de la piel). La mayoría son bacterias no patógenas, sino de tipo
comensal (se alimentan en la piel, pero no la dañan) o mutualistas (se alimentan
y ofrecen algún beneficio).
Cuando se produce una herida, la piel pierde la integridad y permite la entrada
de microorganismos al interior del organismo, los cuales pueden proliferar y
crecer a expensas del tejido muerto o desvitalizado presente.
Tradicionalmente, en el cuidado de las heridas, hemos trasladado nuestro
conocimiento de las heridas agudas a las heridas crónicas sin pararnos a pensar
si estas lesiones se comportaban igual o de manera diferente en la clínica. Así,
se puede aceptar que en todas las heridas crónicas hay presencia de bacterias,
al igual que en la piel sana, pero eso no supone que todas las heridas estén
infectadas.
Desde el punto de vista “clásico” de la microbiología, aparecen en escena nuevos
términos relacionados con el estado bacteriano y su posterior tratamiento, como:
carga bacteriana, carga necrótica, equilibrio bacteriano, elevada carga
bacteriana, colonización crítica, etc., que se suman a los clásicos términos de
contaminación, colonización e infección. Así, los términos clásicos y vistos de
una manera estática se convierten en un concepto dinámico, denominado, por
algunos autores, el “continuum de la infección”, donde, en función de las
variables críticas que afectan a la herida: cantidad de tejido necrótico, nº de
microorganismos, virulencia bacteriana y respuesta inmune de la persona,
podemos tener heridas que van a poder pasar de contaminación a infección o
viceversa.
Generalmente, se definen las diferentes situaciones respecto a la microbiología
de las heridas como sigue:

Introducción
- Contaminación: cuando hay presencia de microorganismos en la
superficie de la lesión pero estos no están adheridos a la misma, no se
reproducen y no se objetiva ninguna respuesta del huésped. Se asume
que todas las heridas están contaminadas.
- Colonización: Las bacterias presentes en la lesión están fijadas al lecho,
se reproducen pero no causan respuesta en el huésped. Se asume que
todas las heridas crónicas están colonizadas.
- Infección: las bacterias que se estaban multiplicando en el lecho, penetran
el tejido sano y causan daño y reacción de defensa en el huésped.
El diagnóstico de infección es clínico, a partir de los signos y síntomas de la
misma, pero, en muchas ocasiones se visualizan lesiones que no presentan
reacción o respuesta en el huésped y, sin embargo, presentan un retraso en su
cicatrización, haciendo pensar que pudiera haber un problema relacionado con
la cantidad de microorganismos presentes. A este concepto se le denominó
“colonización critica”. Este concepto se hizo “fuerte” al enunciar el mencionado
“continuum de la infección”. No obstante, el último consenso del
WoundInfectionInstitute de 2016, recomienda dejar de utilizar este término por
su imprecisión y dificultad de diagnóstico, además de cuadrar de manera
plausible con el moderno concepto de “biofilm bacteriano”.
Podríamos definir un biofilm como: “un ecosistema microbiano organizado,
conformado por una o varias especies de microorganismos asociados a una
superficie viva o inerte, con características funcionales y estructurales
complejas”. Este tipo de conformación microbiana ocurre cuando las células
planctónicas se adhieren a una superficie o sustrato, formando una comunidad,
que se caracteriza por la excreción de una matriz extracelular adhesiva
protectora.
Dichas comunidades se ha visto que están presentes en las heridas crónicas
(hasta el 80% de ellas pueden tener biofilms) y su organización y estructura hace

Introducción
que tengamos que aproximarnos a su identificación y abordaje desde una
perspectiva diferente.
Para enlazar el paradigma clásico con el paradigma del biofilm, recordaremos
que todas las heridas abiertas se considera que están contaminadas.
Consecuentemente, a medida que en la lesión aparece tejido desvitalizado, el
lecho de la herida favorece la proliferación. A medida que la carga bacteriana
(bioburden) se incrementa, las demandas sobre el sistema inmune del huésped
también aumentan. Como respuesta, si la carga bacteriana de la herida no es
suprimida por las defensas del huésped, entonces esta continuará aumentando.
El incremento en la cantidad de bacterias en la herida aumentará el riesgo de
infección clínica, que ocurrirá, a no ser que se utilicen medidas apropiadas tales
como el desbridamiento del tejido desvitalizado y la administración de
antimicrobianos tópicos/sistémicos.
En este momento y a partir de la aparición del paradigma del biofilm estamos en
disposición de hacer una propuesta de estadios de progresión de la
microbiología de una herida hacia la infección clínica. Estos estadios se
consideran estancos pero en realidad, y a menudo, pueden estar solapados.
Se pueden establecer 6 estadios en el desarrollo de la carga bacteriana de una
herida:
Estadio 1: Contaminación o estadio transitorio
Estadio 2: Colonización fase 1 o adhesión reversible
Estadio 3: Colonización fase 2 o adhesión irreversible
Estadio 4: Colonización crítica o comunidad clímax o Biofilm
Estadio 5: Infección local
Estadio 6: Infección sistémica
Cuando se establece el criterio de infección en la clínica, lo habitual es solicitar
un diagnóstico microbiológico del germen o gérmenes que están produciendo

Introducción
esta situación. Normalmente, suele existir confusión en los métodos de toma de
muestra para que estos sean correctamente obtenidos. ¿Cómo se debería
recoger una muestra? ¿Cuál es el mejor momento para tomar la muestra?
Así, está generalmente aceptado que es inapropiado tomar muestras de todas
las heridas, pero la consistencia en la práctica es muy variable. En general, la
toma de muestras de una herida solo estaría recomendada si la herida está
fallando en su evolución, se deteriora, aumenta de tamaño, está siendo evaluada
para ver si tiene microorganismos resistentes a los antibióticos, y está
clínicamente infectada y no ha respondido a la terapia empírica antimicrobiana.
Los métodos tradicionales de toma de muestras son la toma de muestras con
hisopo o escobillón, la aspiración de tejido (normalmente conocida como
punción-aspiración) y la biopsia. Con la teoría del biofilm, una de las técnicas de
recogida de muestras para estudio que se presenta como válida sería el
desbridamiento radical mediante bisturí, tijera o cureta.
Así pues, el objetivo de este documento es proporcionar conocimiento
actualizado y acorde a la evidencia científica, sobre el procedimiento de recogida
o toma de muestras en las heridas crónicas. En el anexo se presenta un
algoritmo, adaptado de Metcalf et al, para ayudar en la toma de decisiones sobre
que método de toma de muestras sería adecuado.

Estado acutal del conocimiento
2. ESTADO ACTUAL DEL CONOCIMIENTO.
Los procedimientos y recomendaciones que se enuncian aquí, están basados
principalmente, en el documento: 1b Recogida, transporte y procesamiento
general de las muestras en el laboratorio de Microbiología en: “Procedimientos
de Microbiología Clínica. Recomendaciones de la Sociedad Española de
Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica (2017)”.
Se recomienda, no obstante, el contacto previo con el Laboratorio de
Microbiología de referencia para coordinar estos procedimientos.
Tan importante como la recogida de muestras son: la información que debe
acompañar a la misma, la conservación y el transporte.
2.1 CONSIDERACIONES GENERALES
En términos generales, se recomienda obtener la muestra antes de iniciar un
tratamiento antibiótico empírico y únicamente de aquellas lesiones que
presenten signos clásicos de infección: dolor, eritema, edema, calor, absceso,
celulitis y exudado (seroso con inflamación, sero-purulento, hemo-purulento,
pus).
En heridas crónicas aparecen otros signos de infección local: como la aparición
súbita, el aumento o el cambio en las características del dolor, retraso de la
cicatrización, edema alrededor de la herida, tejido de granulación friable, mal olor
o cambio en el olor, cambio en el color del lecho de la herida, aumento o cambio
de las características del exudado, exudado purulento, induración y/o formación
de bolsas/puentes.

Estado actual del conocimiento
2.1.1 Información que debe acompañar a la muestra
• Cada muestra deberá de ir acompañada de un volante de petición o una petición
electrónica y estar perfectamente identificada.
• En la peticiones conveniente anotar lo siguiente:
• Fecha y hora de la toma
• Tratamientos antimicrobianos previos, especificando los fármacos y el
que estuviese tomando en ese momento.
• Enfermedad/es de base
• Tipo de muestra y su localización anatómica
• Determinaciones microbiológicas solicitadas
2.1.2 Envases utilizados
Hay varios tipos de envases en los que se pueden recoger este tipo de muestras,
pero para todos, una característica común, es que sean estériles y con cierre a
prueba de fugas.
-Torundas o hisopos estériles: habitualmente se utilizan las de alginato cálcico
para el cultivo de bacterias y hongos, que pueden tener la superficie de absorción
lisa o flocada y el mango preferiblemente de plástico. NO utilizar torundas secas,
deben llevar un medio de transporte tipo Stuart-Amies o específico para
anaerobios.
-Viales y tubos con atmósfera anaerobia: específicos para el estudio de
microorganismos anaerobios, contienen un medio de transporte semisólido con
un agente reductor y un indicador. Cualquier coloración azul de dicho medio,
indica exposición al aire.
-Jeringas para la obtención de aspirados, que se emplean cuando hacemos la
toma de muestra por punción aspiración y/o cuando la cantidad de muestra es
mínima y son útiles también para el estudio de anaerobios si el procesamiento
de la muestra se realiza de forma inmediata. Para ello hay que eliminar el aire y

cerrar con un tapón estéril desechando la aguja que hemos utilizado para la
toma.
-Contenedores estériles de boca estrecha, que deben ser apropiados al tamaño
de la muestra y que permitan mantenerla en condiciones adecuadas de
humedad.
2.1.3 Conservación y transporte de las muestras hasta su procesamiento
• Es conveniente la toma junto a la cama del paciente.
• Efectuar la toma en el sitio exacto de la lesión, con las máximas condiciones
de asepsia, que eviten la contaminación de microorganismos exógenos.
• Todas las muestras deberán ser enviadas lo más rápidamente al laboratorio.
• Dejarlas hasta su envío en medio ambiente. No obstante, si su envío se va
a retrasar, se pueden introducir en nevera, por ejemplo, si se toma en una
residencia o centro de salud y no se envían al hospital hasta el día siguiente.
Ahora, las torundas que llevan medio de transporte para anaerobios, si
permiten que se metan en nevera
2.2 TOMA DE MUESTRAS PARA IDENTIFICACIÓN DE MICROORGANISMOS
PLANCTÓNICOS, BASADOS EN EL CULTIVO Y/O INMUNOHISTOQUÍMICA
2.2.1 Toma de muestras con hisopo o torunda
Recordar que todas las lesiones abiertas están colonizadas por bacterias. Por
tanto, no es la toma ideal para cultivo.
La muestra obtenida mediante frotis de la herida puede detectar sólo los
contaminantes de superficie y no reflejar el verdadero microorganismo que
provoca la infección tisular, teniendo un dudoso valor diagnóstico.
Permiten recoger una escasa cantidad de muestra que fácilmente se deseca por
lo que hay que utilizar hisopos con medio, así pues, se recomienda que la
torunda sea de alginato cálcico y el medio de transporte específico (por ejemplo,
Amies/Stuart y/o medio de transporte para anaerobios).

No obstante, debe utilizarse este método cuando no se pueda recoger la muestra
mediante los otros métodos que se exponen a continuación. Por otro lado, y dado
lo habitual de esta práctica en los diferentes niveles asistenciales de nuestro
entorno, recomendamos un escrupuloso respeto al procedimiento que se
presenta, con el fin de mitigar al máximo esas aludidas falsas responsabilidades
infectivas.
Material necesario:
• Gasas estériles
• Guantes, preferiblemente estériles
• Suero Fisiológico
• Jeringa estéril
• Aguja estéril 0.9x25
• 2 Torundas con medio de transporte tipo Stuart-Amies
• Cureta
• Bisturí nº 18
• Pinza de disección sin dientes.
Procedimiento:
• Retirar el apósito que recubre la lesión
• Si fuera preciso, proceda a realizar desbridamiento cortante de la lesión. Si
la herida presenta sospecha de biofilm, al realizar la toma por este método,
el resultado sería negativo. Por lo tanto, hay que proceder a la retirada del
mismo, la mejor manera es con una cureta (Si se quiere proceder al
diagnóstico de biofilm, véase el apartado 2.3).
• Aclare de forma meticulosa la herida con suero fisiológico estéril antes de
proceder a la toma de la muestra. Foto 1

Foto 1
• Rechace el pus para el cultivo
• No frote la herida con fuerza para evitar sangrado
• Utilice dos hisopos estériles, uno se empleará para inocular los medios de
cultivo y el otro para realizar la extensión para tinción de Gram.
• Utilice la TÉCNICA DE LEVINE: La técnica de hisopo de Levine consiste en
la rotación de un hisopo sobre un área de 1 cm2, con presión suficiente para
extraer fluido desde dentro del tejido de la herida. Siga una toma de muestras
seriadas según el movimiento de agujas del reloj (fotos 2-5) Realice la misma
operación con los dos hisopos.
Fotos 2 y 3

Fotos 4 y 5
• Coloque los hisopos dentro de un tubo con medio de transporte (foto 6-7).
Como se ha mencionado, existen en el mercado hisopos libres de oxígeno
que facilitarían la detección de bacterias anaerobias
Fotos 6-7
Recomendaciones sobre la toma de muestras con hisopo
Recomendaciones para la práctica clínica Nivel de
Evidencia
• Aunque, en general, no se recomienda tomar muestras
superficiales mediante torunda/hisopo, es un método
sencillo, barato y no invasivo y conveniente para la mayoría
de las heridas abiertas
BAJA
• Utilice la Técnica de Levine para la toma de muestra con
hisopo
MODERADA
• Para un mejor resultado, la herida debe estar previamente
limpia y desbridada
ALTA
• La toma de muestra con hisopo no está indicada para el
diagnóstico de biofilm
ALTA

2.2.2. Toma de muestras por punción-aspiración
Es el mejor método por su sencillez y facilidad para obtener muestras de úlceras,
abscesos y heridas superficiales, especialmente para la búsqueda de bacterias
anaerobias.
Material necesario:
• Alcohol etílico o isopropílico de 70º
• Antiséptico (Povidona iodada al 10 % o Clorhidrato de Clorhexidina al 2%) *
• Jeringa estéril de 5 ml
• 2 agujas IM (0.8 x 40)
• Suero Fisiológico 0,9%
• Medio de transporte para bacterias aerobias-anaerobias
* Según el antiséptico empleado, hay que tener en cuenta el tiempo de espera
para realizar la punción: Povidona iodada 3 minutos, Clorhidrato de Clorhexidina
30 segundos
Procedimiento:
• Retirar apósito que cubre la herida
• La punción se realiza a través de la piel integra de la piel periulceral,
seleccionando el lado de la lesión con mayor presencia de tejido de
granulación, ausencia de necrosis o esfacelos.
• Limpiar de forma concéntrica esa zona de punción con alcohol etílico o
isopropílico al 70%. Foto 8

Foto 8
• A continuación, aplicar el antiséptico, dejándolo actuar el tiempo indicado
para que ejerza su acción.
• Realizar una punción-aspiración con la jeringa y aguja manteniendo una
inclinación aproximada de 45º y aproximándose al nivel de la pared de la
lesión (foto 9). El volumen óptimo de aspirado se establece entre 1 y 5 ml.
Foto 9
• En procesos no supurativos, completar la aspiración con 0,5ml o 1 ml de
suero fisiológico.
• Una vez realizada la aspiración, se debe expulsar el aire de la jeringa,
tapando la aguja con una gasa estéril impregnada en alcohol para eliminar
el riesgo de aerosoles.

• A continuación, se debe cambiar la aguja por otra estéril e inocular el
contenido, previa desinfección del tapón de goma, en un vial de transporte
para anaerobios. Si se carece de este medio de transporte,
alternativamente, se puede tapar el cono de la jeringa con un tapón utilizar
una aguja, sin utilizar, con su capuchón correspondiente, asegurarlo bien
y enviar así la muestra al laboratorio lo antes posible. Foto 10.
Foto 10
• Resguardar los viales de transporte para anaerobios de la luz (se
aconseja tapar con papel de aluminio) y mantener a una temperatura entre
2 y 25º, no poner en nevera.
• Es importante anotar en la petición y en el frasco de transporte la cantidad
de suero añadido en la extracción para facilitar el contaje posterior.
Recomendaciones sobre la toma de muestras por punción-aspiración
Evidencia
• Es el mejor método para la búsqueda de bacterias anaerobias
planctónicas
ALTA
• Se recomienda su uso frente a la toma de muestras con
hisopo
ALTA

2.2.3. Toma de muestras por biopsia de los tejidos
Es un procedimiento de elección y alta efectividad diagnóstica, pero
generalmente restringido su uso a la atención especializada. Se debe tener en
cuenta que es un método cruento, que daña el lecho de la herida y puede
provocar sangrado.
Material necesario:
• Suero fisiológico
• Antiséptico (Povidona iodada al 10 % o Clorhidrato de Clorhexidina al 2%)
• Contenedor estéril de plástico con tapón de rosca
• Pinza de disección sin dientes
• Bisturí nº 18
• Punch de 5 mm.
•
Procedimiento:
• Limpieza de la herida con suero fisiológico.
• Antisepsia (Povidona iodada al 10 % o Clorhidrato de Clorhexidina al 2%)
• Desbridamiento cortante de restos necróticos y esfacelos, si fuese
necesario
• Si se desbrida, volver a aplicar suero fisiológico y secar con gasas (foto
11)

Foto 11
• Tomar dos muestras de distinto sitio de la herida con el punch.(foto 12)
Foto 12
• Introducir las muestras en el contenedor estéril, añadir unas gotas de
suero fisiológico para evitar la desecación, asegurarse que queda bien
cerrado.
Recomendaciones sobre la toma por biopsia de los tejidos
Evidencia
• La biopsia se considera el “goldstandard” para la toma de
muestras, pero su coste, riesgo-beneficio y concordancia con
los otros métodos aconsejan usarlo solo en casos asilados y
en ambiente especializado
ALTA

2.3 TOMA DE MUESTRAS PARA IDENTIFICACIÓN DE
MICROORGANISMOS FORMANDO BIOFILM
Además de las recomendaciones del documento: 1b Recogida, transporte y
procesamiento general de las muestras en el laboratorio de Microbiología en:
“Procedimientos de Microbiología Clínica. Recomendaciones de la Sociedad
Española de Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica (SEIMC, 2017)”,
en este caso, también se ha tenido en cuenta la evidencia generada en el
documento de la EuropeanSocietyforClinicalMicrobiology and Infectiousdiseases
(ESCMID, 2014): “Høiby N, Bjarnsholt T, Moser C et al. ESCMID guidelineforthe
diagnosis and treatment of biofilm infections 2014. ClinMicrobiolInfect 2015; 21:
S1–S25”.
2.3.1 Toma de muestras por biopsia (ver 2.2.3)
2.3.2 Toma de muestras por desbridamiento de tejidos
Material necesario:
• Suero fisiológico
• Antiséptico (Povidona iodada al 10 % o Clorhidrato de Clorhexidina al 2%)
• Contenedor estéril de plástico con tapón de rosca
• Pinza de disección sin dientes
• Preferiblemente, curéter o cureta. Si no es posible, bisturí o tijeras.
Procedimiento:
• Limpieza de la herida con suero fisiológico. Foto 13

Foto 13
• Antisepsia (Povidona iodada al 10 % o Clorhidrato de Clorhexidina al 2%)
• Desbridamiento cortante de la zona con sospecha de biofilm
• Posteriormente, volver a limpiar con SSF y realizar antisepsia
• Introducir las muestras en el contenedor estéril, añadir unas gotas de
suero fisiológico para evitar la desecación, asegurarse que queda bien
cerrado.
Recomendaciones sobre la toma de muestras para identificación de
microorganismos formando biofilm
Evidencia
• La biopsia de tejidos es el método más fiable para la
identificación de biofilms en heridas
ALTA
• El uso de toma de muestras con hisopo no está
recomendado, salvo que no se pueda utilizar ningún otro
método, y solo para la elección de la terapia antibiótica
ALTA
• Si se sospecha una infección de moderada a severa de los
tejidos blandos, se debería tomar una muestra por
desbridamiento de los mismos, mediante curetaje
ALTA

Recomendaciones para los investigadores
3. RECOMENDACIONES PARA LOS INVESTIGADORES.
• A pesar de que hay cierto nivel de evidencia, se deberían llevar a cabo
investigaciones sobre la concordancia de la toma de muestras tanto para
microorganismos planctónicos como para aquellos que se sospecha que están
formando biofilm.
• Se debe investigar si estos procedimientos son igual de eficaces/efectivos tanto para
bacterias como para hongos.

Bibliografía
4. BIBLIOGRAFÍA.
Dowd, S.E., Wolcott, R.D., Kennedy, J., Jones, C. & Cox, S.B. (2011). Molecular diagnosis
and personalised medicine in wound care: assessment of outcomes. Journal Wound Care,
20(5), 232-9
García-LechuzMoya JM, González López JJ, Orta Mira N, Sánchez Romero MI. Recogida,
transporte y procesamiento general de lasmuestras en el Laboratorio de Microbiología
(2017). 1b. Sánchez Romero MI (coordinadora). Procedimientos en
MicrobiologíaClínica.CercenadoMansilla E, Cantón Moreno R (editores). Sociedad Española
de EnfermedadesInfecciosas y MicrobiologíaClínica (SEIMC). 2017.
Haalboom M, Blokhuis-Arkes MHE, Beuk RJ (2018). Wound swab and wound biopsy yield
similar culture results. Wound Repair Regen; 26(2), 192-199. doi: 10.1111/wrr.12629.
Han A, Zenilman JM, Melendez JH et al (2011). The importance of a multi-faceted approach
tocharacterizing the microbial flora of chronicwounds.Wound Repair Regen, 19(5), 532–541.
doi:10.1111/j.1524-475X.2011.00720.x.
Høiby N, Bjarnsholt T, Moser C et al. ESCMID guidelineforthe diagnosis and treatment of
biofilm infections 2014 (2015). ClinMicrobiolInfect, 21, S1–S25
http://dx.doi.org/10.1016/j.cmi.2014.10.024
Honaker J, Ammons C, Kelechi T (2016). IncorporatingCutaneous and
WoundBacterialBioburdenBiomarkersintoClinicalResearch: A Review of
BestPractices.AdvSkinWoundCare,29(9), 422-30. doi:
10.1097/01.ASW.0000489561.52393.0e.
Kalan L, Grice EA (2018). Fungi in theWoundMicrobiome.AdvWoundCare (New Rochelle),
7(7), 247-255. doi: 10.1089/wound.2017.0756.
Kallstrom G (2014). Are QuantitativeBacterialWound Cultures Useful?J ClinMicrobiol, 52(8),
2753-6. doi: 10.1128/JCM.00522-14
Metcalf DG, Bowler PG, Hurlow J (2014). A clinical algorithm for wound biofilm identification.
Journal of Wound Care, 23(3), 137–42
Misic AM, Gardner SE, Grice EA (2014). The Wound Microbiome: Modern Approaches to
Examining the Role of Microorganisms in Impaired Chronic Wound Healing.Adv Wound
Care (New Rochelle), 3(7), 502-510.DOI: 10.1089/wound.2012.0397
Nelson A, Wright-Hughes A, Backhouse MR et al (2018). CODIFI (Concordance inDiabetic
Foot Ulcer Infection): across-sectional study of woundswab versus tissue samplingin
infected diabetic footulcers in England. BMJ Open, 8:e019437.doi:10.1136/bmjopen-2017-
019437

Bibliografía
Nelson EA, Wright-Hughes A, Brown S, Lipsky BA, Backhouse M, Bhogal M, et al (2016).
Concordance indiabeticfootulceration: a cross-sectionalstudy of
agreementbetweenwoundswabbing andtissuesampling in infectedulcers.
HealthTechnolAssess, 20(82).DOI: 10.3310/hta20820
Nelson EA, O’Meara S, Craig D, Iglesias C,Golder S, Dalton J, et al (2006). A series of
systematicreviewstoinform a decisionanalysisforsamplingand
treatinginfecteddiabeticfootulcers. HealthTechnolAssess, 10(12).
Parikh AR, Hamilton S, Sivarajan V, Withey S, Butler PE (2007).Diagnostic fine-
needleaspiration in postoperativewoundinfectionsis more accurate at
predictingcausativeorganismsthanwoundswabs. Ann R CollSurgEngl, 89(2), 166-7.doi
10.1308/003588407X155761
Ramsay S, Cowan L, Davidson JM, Nanney L, Schultz G (2016). Woundsamples:
movingtowards a standardisedmethod of collection and analysis. IntWound J, 13, 880–891
Schmohl M, Beckert S, Joos TO, Königsrainer A, Schneiderhan-Marra N, Löffler MW (2012).
Superficial wound swabbing: a novel method of sampling and processing wound fluid for
subsequent immunoassay analysis in diabetic foot ulcerations.Diabetes Care, 35(11), 2113-
20.doi: 10.2337/dc11-2547
Torregrosa Jerez L. (2015). Métodos de diagnósticopara la identificación de Biofilm en
heridascrónicas.Revisiónsistemática. Retrieved from
http://rua.ua.es/dspace/handle/10045/47746
Vyas KS, Wong LK (2016). Detection of Biofilm in Wounds as an Early Indicator for Risk for
Tissue Infection and Wound Chronicity.Ann PlastSurg, 76(1), 127-31. doi:
10.1097/SAP.0000000000000440.
Wolcott, R.D., Cox, S.B. & Dowd, S.E. (2010).Healing and healing rates of chronic wounds in
the age of molecular pathogen diagnostics.Journal of Wound Care, 19(7), 272-81.
Wolcott, R.D. & Dowd, S.E. (2011). The role of biofilms: are we hitting the right target? Plastic
and Reconstructive Surgery, 127, 1, 28-35.
Wolcott, R.D., Gontcharova, V., Sun, Y. & Dowd, S.E. (2009). Evaluation of the bacterial
diversity among and within individual venous leg ulcers using bacterial tag-encoded FLX
and titanium ampliconpyrosequencing and metagenomic approaches. BMC Microbiol,
27(9), 226.doi:10.1186/1471-2180-9-226
Wolcott, R.D., Rhoads, D.D., Bennet, M.E., Wolcott, B.M., Gogokhia, L., Costerton, J.M., et.
al. (2010).Chronic wounds and the medical biofilm paradigm.Journal of Wound Care, 19(2),
48-53.

Anexos
5. ANEXOS
5.1. ALGORITMO CLÍNICO PARA LA IDENTIFICACIÓN DE BIOFILM EN
HERIDAS CRÓNICAS.
Adaptado de Metcalf et al. (2014). Basado en Metcalf (2014), Wolcott et al.
(2011), Dowd et al. (2011).

Como citar este documento:
Verdú Soriano, J; López- Casanova, P; Sánchez Romero. I; Segovia Gómez, T. Toma de
muestras para el laboratorio de microbiología. Procedimientos y recomendaciones. Serie
Documentos Técnicos GNEAUPP nº IV. Grupo Nacional para el Estudio y Asesoramiento
en Úlceras por Presión y Heridas Crónicas. Logroño. 2018.
ISBN-13: 978-84-09-06690-2
Edición y producción: GNEAUPP
Imprime: GNEAUPP
Fotografías: Gloria Segura Jordá.
Los autores del documento y el Grupo Nacional para el Estudio y Asesoramiento en Úlceras por Presión y
Heridas Crónicas, firmemente convencidos de que el conocimiento debe circular libremente, autorizan el uso
del presente documento para fines científicos y/o educativos sin ánimo de lucro, siempre que sea citado el
mismo de manera adecuada.
Queda prohibida la reproducción total o parcial del mismo sin la expresa autorización de los propietarios
intelectuales del documento cuando sea utilizado para fines en los que las personas que los utilicen obtengan
algún tipo de remuneración, económica o en especie
.
Reconocimiento – NoComercial – CompartirIgual (by-nc-sa): No se permite un uso
comercial de la obra original ni de las posibles obras derivadas, la distribución de las cuales se
debe hacer con una licencia igual a la que regula la obra original.

Documento técnico GNEAUPP nº4

Recomendados

Recomendados

Más contenido relacionado

La actualidad más candente

La actualidad más candente (20)

Similar a Documento técnico GNEAUPP nº4

Similar a Documento técnico GNEAUPP nº4 (20)

Más de GNEAUPP.

Más de GNEAUPP. (20)

Último

Último (20)

Documento técnico GNEAUPP nº4